Summary

Laboratorium fokken van stabiel vliegen en andere Muscoid Diptera

Published: August 03, 2018
doi:

Summary

Een procedure voor het opfokken van stabiele vliegen (Stomoxys calcitrans) wordt gepresenteerd. De procedure wordt lokaal beschikbare materialen voor dieet onderdelen, uitrustingsstukken en voorraden.

Abstract

Stabiel vliegen, Stomoxys calcitrans, zijn ernstige plagen van vee, mensen, gezelschapsdieren en wilde dieren wereldwijd. Tijdens de afgelopen 20 + jaar resulteerde veranderingen in de agronomische praktijken in ernstige uitbraken van stabiele vliegen in verschillende landen. Deze uitbraken verstoord veehouderij en menselijke recreatie resulterend in openbare eisen ter verhoging van de inspanningen voor onderzoek en beheer voor deze plaag. Een eenvoudige en goedkope procedure voor het opfokken van stabiele vliegen voor laboratoriumonderzoek wordt gepresenteerd. De procedure wordt lokaal beschikbare dieet onderdelen, apparatuur en benodigdheden. De procedure kan worden aangepast voor het opfokken van andere muscoid vliegen waaronder gezicht vlieg (Musca autumnalis), hoorn fly (Haematobia irritans) en huis vliegen (Musca domestica). De procedure wordt geproduceerd stabiel vliegen puparia gemiddeld 12,5 mg en ~ 35% ei tot volwassen overleven. Ongeveer 3000 vliegen worden geproduceerd in elke pan.

Introduction

Stabiel vliegen, Stomoxys calcitrans (L.), zijn cDNA vliegen waarvan pijnlijke beten verstoren de grazende gedrag van vee, veroorzaken pijn en lijden bij de dieren companion en verstoren van menselijke recreatieve activiteiten wereldwijd. Onrijpe stabiel vliegen ontwikkelen in gistende vegetatieve materie, vaak besmet met dierlijk afval. Veranderende agronomische praktijken en gewassen hebben ernstige uitbraken van stabiele vliegen in gewasresten, groenten in Australië1, suikerriet in Brazilië2en ananas in Costa Rica3geproduceerd. Hoewel slechts 14 stabiel vliegen per dier worden beschouwd als de economische drempel4, zijn de opmerkingen van meer dan 2.000 vliegen per dier aangebracht tijdens recente uitbraken5. Dergelijke besmetting niveaus verminderen gastheer productiviteit om in de buurt van nul en kunnen leiden tot sterfte6. Als gevolg van agronomisch bijbehorende uitbraken, stabiel vliegen zijn hernieuwde belangstelling ontvangen en vraag naar laboratorium kolonies is dramatisch toegenomen.

Wat betreft alle holometamorphic insecten beschikken over stabiele vliegen alle van de voedingsstoffen die nodig zijn voor de groei tijdens de onvolwassen of larvale fase. Daarom is een belangrijk onderdeel van een steigerend systeem de larvale dieet of substraat. Stabiel vliegen larven zijn waargenomen ontwikkeling in een breed scala van substraten in het veld7 en zij zijn afhankelijk van de microbiële Gemeenschap van het substraat8,9. Natuurlijke larvale substraten zijn voornamelijk samengesteld uit ontbindend of gistende vegetatieve materialen vaak besmet met stikstofhoudende afval.

Voor het opfokken van laboratorium, zijn stabiel vliegen larvale substraten meestal samengesteld uit een vegetatieve materiaal en een toegevoegde stikstofbron. Vele materialen zijn gebruikt voor stabiele vliegen larvale diëten. De eerste larvale diëten geïmiteerd natuurlijke substraten en opgenomen fermenteren haver stro en paard of koe mest10,11. Koolhydraten bronnen omvatten tarwe zemelen12,13,14, alfalfa maaltijd12,13,14 en een commerciële formulering ontwikkeld door chemische specialiteiten Fabrikanten Association (CSMA, 33% tarwezemelen, 27% alfalfa maaltijd, 40% biergist korrels)13,14,15,16. Stikstof bronnen omvatten gist schorsing12, vismeel en Ammoniumbicarbonaat17. Inerte ophopende materialen zijn vaak opgenomen in diëten zoals haver vletten12, bagasse13, vermiculiet16, houtsnippers13,18 en Ingehuld pinda vletten14.

Een hoofddoel van het laboratorium fokken is om een product dat als fysiologisch vergelijkbaar met “wild type” mogelijk is opdat laboratoriumexperimenten zullen de resultaten als gevolg van die van veld populaties te produceren. Dit vereist dat de in-Fokkerij en selectie worden geminimaliseerd om genetische diversiteit en voedings middelen worden vergelijkbaar zijn met die in het veld. Secundaire doelstellingen zijn om arbeid en kosten te minimaliseren. Een belangrijk onderdeel van het minimaliseren van de kosten is het gebruik van lokaal aanwezige dieet onderdelen. De stabiele vlieg fokken systeem gepresenteerd werd ontwikkeld om deze doelstellingen te verwezenlijken.

Protocol

1. ei-collectie (Figuur 1) Bereiden egging cup, plaatst u het ene uiteinde van de doek in ~ 500 mL-bekerglas gevuld met warm (~ 40 ° C) water. Overlappen de zijkanten van de cup en op te lossen met een rubberen band. Vouw het losse einde van de doek terug over de bovenkant van de cup. Plaats egging kopje in kooi 8 – 10 daagse oude vliegen voor ~ 2 h. Gravid vrouwelijke stabiele vliegt zal oviposit op het doek. Verwijder egging cup uit kooi en spoel eieren off…

Representative Results

Larven pupariate 10-14 dagen en volwassenen komen 14 – 16 dagen na oviposition. Generatietijd, ei aan ei, is ~ 24 dagen. Fokken gegevens voor de periode van mei 2013 tot januari 2017 met drie verschillende vulstoffen en twee kolonies worden gepresenteerd in Figuur 5. Cottonwood gaf het beste rendement, 3867 ±1442 ( ± standaardafwijking) poppen met een gewicht van 12,5 ±1.6 mg met 74 ±…

Discussion

Stabiel vliegen bevinden zich ontwikkelen in een breed scala van substraten in de natuur en in vele types van media in het laboratorium kunnen worden gehouden. Wij hebben gebruikte houtspaanders en vermiculiet als ballaststoffen agenten. VERMICULIET werkte goed, maar scheiden puparia van het fokken van middellange moeilijk gemaakt en was duur (~$0.60/pan). Mogelijk vanwege de toegevoegde strengheid van het scheiden van puparia van het medium, was eclosion ook lager met vermiculiet, 57% versus 75% voor houtkrullen. Cotton…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wij zouden willen bedanken Anthony Weinhold en de vele studenten die over het jaar voor technische ondersteuning, alsmede suggesties voor verbetering van onze insecten kweek procedures met ons hebben samengewerkt.

Materials

Diamalt Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ 2540
CSMA Fly media Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN 5S6Z
Thin Maxi Pad The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA 5001M
Calf Manna MannaPro, Chesterfield, MO, USA Manna Pro
Ammonium Bicarbonate Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA A1125
Wheat bran, Coarse Siemer Milling Company, Teutopolis, IL
Wood shavings Tractor Supply Company, Brentwood, TN 502770699
Fishmeal Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD F1550
Adult cages All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne Custom 45 × 45 × 45 cm, 18 × 16 mesh aluminum screen, stockinette access
9 × 28 cm black cotton cloth Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA K040-114 Egging cloth
10 liter plastic dish pans Rubbermaid, Saratoga Springs, NY FG2951ARWHT Larval pans
Stockinette, Cotton, 12" X 25 yd roll Tex-Care Medical Company, Burlington, NC 91311-225

Referências

  1. Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
  2. Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
  3. Solórzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).
  4. Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
  5. Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. , (2017).
  6. Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
  7. Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
  8. Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
  9. Romero, A., Broce, A., Zurek, L. Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies. Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).
  10. Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
  11. Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
  12. Doty, A. E. Convenient method of rearing the stable fly. J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).
  13. Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
  14. Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
  15. McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
  16. Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. The use of vermiculite in medium for stable fly larvae. J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).
  17. Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts. J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).
  18. Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age. Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).
  19. Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
  20. Zumpt, F. . The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).
  21. Wienhold, B. J., Taylor, D. B. Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska. Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).
  22. Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
  23. Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
  24. Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
  25. Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).
check_url/pt/57341?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera. J. Vis. Exp. (138), e57341, doi:10.3791/57341 (2018).

View Video