JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Ambiente

طرق التسليم الشفوي الحمض النووي الريبي مزدوج-الذين تقطعت بهم السبل للحث على تدخل الجيش الملكي النيبالي في لحاء وتغذية النبات-ساب الحشرات هيميبتيران

Published: May 04, 2018
doi:
10.3791/57390
, , ,
1Invasive Insect Biocontrol and Behavior Laboratory, Agricultural Research Service,United States Department of Agriculture, 2Horticultural Research Laboratory, Agricultural Research Service,United States Department of Agriculture

Summary

يوضح هذا المقال رواية التقنيات المتقدمة للتسليم الشفوي من الحمض النووي الريبي مزدوج-الذين تقطعت بهم السبل (dsRNA) عن طريق الأنسجة الوعائية النباتات لتدخل الجيش الملكي النيبالي ([رني]) في ساب لحاء تغذية الحشرات.

Abstract

لحاء ومصنع ساب تغذية الحشرات تغزو سلامة المحاصيل والفواكه لاسترداد المواد الغذائية، في عملية إتلاف المحاصيل الغذائية. الحشرات هيميبتيران حساب لعدد من الآفات اقتصاديا كبيرا للنباتات التي تسبب أضرارا للمحاصيل التي تتغذى على لحاء sap. علة نتن مارموراتيد براون (بمسب)، حليس هاليومورفا (هيتيروبتيرا: بينتاتوميداي) وبسيليد الحمضيات الآسيوية (ACP)، سيتري ديافورينا كوياما (هيميبتيرا: ليفييداي) هي الآفات الحشرية هيميبتيران وعرض في أمريكا الشمالية، حيث أنها عند الآفات زراعية الغازية ذات قيمة عالية التخصص، والصف، والمحاصيل والحمضيات، فضلا عن الآفات إزعاج أنهم التجميعية في الداخل. مقاومة المبيدات الحشرية في كثير من الأنواع قد أدى إلى تطوير أساليب بديلة لاستراتيجيات إدارة الآفات. مزدوج-الذين تقطعت بهم السبل الحمض النووي الريبي (dsRNA)-تدخل الجيش الملكي النيبالي وساطة ([رني]) هو جين إسكات إليه للدراسات الجينومية الوظيفية التي لها تطبيقات محتملة كأداة لإدارة الآفات الحشرية. دسرنا مناشئ المركبة أو الحمض النووي الريبي التدخل الصغيرة (siRNA) يمكن أن تؤدي إلى إسكات الجينات ذات كفاءة عالية من خلال تدهور الذاتية الجيش الملكي النيبالي، الذي مثلى لأنه قدم. يتطلب استخدام فعالة والبيئية من [رني] كالمبيدات البيولوجية الجزيئية لذالك الحشرات هيميبتيران إيصال في فيفو دسرناس من خلال التغذية. هنا نظهر الأساليب لإيصال دسرنا للحشرات: تحميل من دسرنا إلى الفاصوليا الخضراء بالغمر، واستيعاب من دسرنا الخاصة بالجينات مع التسليم الشفوي عن طريق الابتلاع. وقد اوجزنا أيضا نهج التسليم النباتات غير المعدلة وراثيا باستخدام الرش ورقي، جرعة الجذر، والجذع الحقن، فضلا عن حبيبات الطين، والتي قد تكون ضرورية لإطلاق سراح المطرد دسرنا. وأكدت كفاءة تسليم دسرنا بلعها شفويا جرعة فعالة للحث على حدوث انخفاض كبير في التعبير عن الجينات المستهدفة، مثل حمض هرمون الأحداث يا methyltransferase (جهامت) وتغيرات (جيد جداً). وتمثل هذه الأساليب المبتكرة استراتيجيات من أجل إيصال دسرنا استخدامها في حماية المحاصيل، والتغلب على التحديات البيئية لإدارة الآفات.

Introduction

وتشمل الحشرات هيميبتيران بعض الآفات الأكثر اقتصاديا كبيرا من أجريكولتوريبيكاوسي قدرتها تحقيق النمو السكاني المرتفعة، وانتشار الأمراض في النباتات. بمسب، Stål H. حليس ، هو الآفات الدخيلة التي أدخلت بطريق الخطأ في نصف الكرة الغربي في الينتاون، بنسلفانيا من آسيا (الصين وتايوان، وكوريا، واليابان) مع رؤية أول المبلغ عنها في عام 19961. منذ إطلاقها، بمسب وقد اكتشفت في 43 دولة، مع السكان أعلى في منتصف المحيط الأطلسي (دي، دكتوراه في الطب، السلطة الفلسطينية، نيو جيرسي، خامسا، وبخار الماء)، وكذلك في كندا وأوروبا، وتمثل تهديدا محتملاً للزراعة2. يمكن أن تحرض بمسب كالآفات الحشرة، الأضرار بحوالي 300 مضيفي النباتات المحددة بما في ذلك المحاصيل ذات القيمة العالية مثل التفاح والعنب ونباتات الزينة، والبذور للمحاصيل، وفول الصويا والذرة. بسبب الأضرار المقام الأول الواجب وضع التغذية المعروف لاسيراتي وتدفق حيث يثقب الحيوان المحصول المضيف مع ستيليت إبرة تشبه به للوصول إلى المواد الغذائية من الأنسجة الوعائية2،3. بمسب هو أيضا الآفات داخلي كما قد وجدوا الإقامة في مناطق المعيشة مثل المدارس والمنازل خلال فصل الخريف من خلال فصل الشتاء2. المواد الكيميائية وصدر عن بمسب أيرواليرجينس أفيد الارتكاس التحسسي غير المشروعة في عمال محاصيل الفاكهة. بمسب قد يسهم أيضا في أمراض الحساسية مما يؤدي إلى أكزيما، والتهاب الملتحمة، والأنف في الأفراد الحساسة4،5. حشرة هيميبتيران آخر، الكاريبي والمحيط الهادئ، سيتري دال- كوياما (هيميبتيرا: ليفييداي)، وآفة خطيرة من الحمضيات، وينقل البكتيريا لحاء المحدودة (Candidatus ليبيريباكتير آسيوي) مما تسبب في هوانجلونجبينج (HLB)، المعروف تخضير الحمضيات المرض6،7. HLB ذكر أولاً من جنوب الصين وانتشر إلى 40 مختلفة آسيا وأفريقيا، وأوقيانوسيا، وجنوب وشمال أمريكا البلدان7. تخضير الحمضيات مشكلة في جميع أنحاء العالم مع تهديد خسائر اقتصادية ومالية بسبب فقدان الحمضيات؛ ومن ثم، تعتبر الإدارة من الكاريبي والمحيط الهادئ أهمية قصوى لمنع ومراقبة HLB.

عادة ما يتطلب اتخاذ تدابير لمكافحة فعالة لهذه الآفات الحشرية عاش تطبيق مبيدات الآفات الكيميائية التي تعتبر قصيرة نسبيا. استراتيجيات مكافحة مبيدات الحشرات الكيميائية كثيرا ما تفتقر إلى استراتيجيات الإدارة البيئية الآمنة أو قد تناقصت قابلية بسبب مقاومة المبيدات الحشرية في مكافحة الآفات السكان8،9. ومن ثم، المكافحة البيولوجية للآفات بالمبيدات البيولوجية الجزيئية بديل محتمل، ولكن استخدامها على الصعيد العالمي ما زال متواضعا، والأنواع المختلفة من الطفيليات (مثلاً، تريسولكوس japonicus) يمكن أيضا أن تكون فعالة البيولوجية الطبيعية عناصر التحكم. [رني] احتمال ظهور التكنولوجيا لإدارة الآفات الحشرية الغازية مع المبيدات الحيوية الجزيئية10. [رني] هو عبارة عن إليه تنظيمية جينات وصفاً جيدا أن ييسر إسكات الجينات بوسترانسكريبشونال فعالة من الذاتية فضلا عن غزو دسرناس بطريقة خاصة بالتسلسل، الذي يؤدي في نهاية المطاف إلى تنظيم التعبير الجيني في مرناً مستوى11،12. باختصار، عندما دسرنا خارجية متغللة في خلية تتم معالجتها في سيرناس بواسطة عضو فوق عائلة “الثالث رناسي” نوكلاس bidentate، يسمى ديسير، الذي هو المصانة تقحم في الديدان والذباب، والنباتات، والفطريات، والثدييات13، 14 , 15-ثم تفكيك هذه الدوبلكس siRNA النوكليوتيدات 21-25 والمتكاملة في مجمع إسكات المستحثة بالحمض النووي الريبي (RISC) دليل الكشف. يسمح هذا المجمع RISC-الجيش الملكي النيبالي واتسون-كريك قاعدة الاقتران لتكمل الهدف مرناً؛ وهذا يؤدي في النهاية إلى الانقسام بالبروتين أرجوناوتي، بروتين مجال متعددة تحتوي على مجال مثل ح رناسي، مما يحط من قدر مرناً المقابلة ويقلل من ترجمة البروتين، مما يؤدي إلى بوسترانسكريبشونال الجينات إسكات16 , 17 , 18.

[رني] لإدارة الآفات يتطلب إدخال دسرنا في فيفو لإسكات الجينات للفائدة، وبالتالي تفعيل المسار siRNA. وتشمل مختلف الأساليب التي استخدمت لإيصال دسرنا إلى خلايا الحشرات والحشرات للحث على المنهجية [رني] تغذية10،19، مغطس20،21، microinjection22، شركات مثل الدهنية 23، و تقنيات أخرى24. [رني] كان الأولى أظهر في ايليجانس كاينورهابديتيس لإسكات التعبير الجيني unc-22 برصاص وميلو25، متبوعاً بضربه قاضية في التعبير عن الجينات فريزليد melanogaster المورفولوجية26. تستخدم الدراسات الفنية الأولية microinjection لتسليم دسرنا في الحشرات، مثل Apis mellifera22،27، و بسام أسيرثوسيفون28،29من جرمنيك بلاتيلا، حليس H.30، والحشرات ليبيدوبتيران (استعرضها ترينوس et al. 31)-microinjection مفيد لتقديم جرعة صحيحة ودقيقة لموقع اهتمام بالحشرات. أن كان ذلك قد تثير هذه ثقوب التعفين محصنة الجينات ذات الصلة بسبب الصدمة32، ومن ثم استبعاد التطبيق العملي لها في التنمية الزراعية المبيدات الحيوية.

أسلوب آخر لإيصال دسرنا في فيفو مغطس، الذي ينطوي على ابتلاع أو امتصاص دسرنا بتعليق الحيوانات أو الخلايا عموما في المتوسط خارج الخلية التي تحتوي على دسرنا. مغطس قد استخدمت للحث على كفاءة [رني] في خلايا استنبات الأنسجة S2 المورفولوجية تمنع دوونستريم من Raf1 (DSOR1) mitogen تنشيط بروتين كيناز كيناز (مابك)20، وكذلك في C. ايليجانس الصمت 1-نقاط البيع الجينات33. بيد أن دسرنا تسليمها باستخدام مغطس أقل كفاءة للحث على [رني] مقارنة microinjection20. أولاً أبدى [رني] وساطة إسكات بحشرة مضغ روتوورم الذرة الغربية (فكر) (ظهرت فيرجيفيرا فيرجيفيرا) عن طريق غرس في دسرنا إلى النظام غذائي أجار اصطناعية10. موجز تقارير سابقة لها أساليب لتسليم دسرنا غرست في الوجبات الغذائية الطبيعية محددة المفصليات34. طرق التسليم هذه حددت كذلك فعالة نسبيا بوسائل اصطناعية للتسليم؛ مثل قضية ذبابة التسي تسي (مورسيتانس مورسيتانس اللواسن)، حيث لوحظ متساوية ضربة قاضية من المورثات المتصلة بجهاز المناعة عندما تم تسليم دسرنا أما من خلال وجبة الدم أو ميكروينجيكتيد35. وبالمثل، تسليم دسرنا من خلال قطرات في أبل البنى الخفيفة العثة (بوستفيتانا ابيفياس)36، يرقات العثة diamondback (إكسيلوستيلا بلوتيلا)37، فضلا عن عسل النحل38،39 الناجمين عن كفاءة [رني]. واستخدمت تجارب [رني] الأكثر فعالية في هيميبتيران حقن دسرنا40 لأن التسليم الشفوي من دسرنا في الحشرات هيميبتيران شاقة نظراً لأنه يجب أن يتم تسليم من خلال الأنسجة الوعائية للنبات المضيف. كما لوحظ فعالة [رني] في الكاريبي والمحيط الهادئ وقناص زجاجي مجنح leafhopper (جوس)، فيتريبينيس هومالوديسكا: دسرنا تم تسليمها عن طريق أشجار الحمضيات والكرمه قد استوعبت دسرنا في الأنسجة الوعائية من خلال جرعة الجذر، ورقي بخاخ أو حقن الجذع أو الاستيعاب بلفتات41،42،43،44،،من4546. كما أسفر هذا أول براءة دسرنا ضد ACP (2016، A1 20170211082 لنا). تسليم siRNA ودسرنا استخدام شركات النقل مثل جسيمات نانوية والدهنية يضفي الاستقرار، وزيادة في فعالية دسرنا تم تسليمها سريعاً الناشئة23،،من4748،49 ،50. فئة جديدة من المركبات المستندة إلى نانوحبيبات التسليم للأحماض النووية في المختبر و في فيفو التي تم تلخيصها خصيصا للتطبيقات العلاجية قد نقلها إمكانات هائلة بمناسبة تسليم ناقلات51. جسيمات نانوية كوسيلة إيصال دسرنا قد العيوب بما في ذلك القابلية للذوبان، هيدروفوبيسيتي، أو التراكم الأحيائي محدودة52، ولكن عملية تسليم مساعدة مناسبة بوليمر قد تعوض هذه العيوب. وظهرت أيضا التنمية والاستخدام الذاتي إيصال النيوكليوتيدات يسمى ‘النوكليوتيد العقاقير’، وهي واحد الذين تقطعت بهم السبل الدوبلكس الحمض الريبي/46.

فيتيلوجينيسيس في المفصليات مفتاح عملية التحكم في الإنجاب وينظم هرمون الأحداث (جون) أو اكديسوني، وهي مستحثات رئيسية لتوليف جيد جداً من الدهون في الجسم؛ يتم أخذ جيد جداً في نهاية المطاف بالبويضات النامية عبر Vg مستقبلات وساطة الالتقام53. Vg هو تجميع مجموعة من البروتينية اكستراوفاريالي، الذي لا غنى عنه لتنمية البروتين صفار البيض الرئيسية،54،فيتيلين55، وذلك، من المهم في الإنجاب والشيخوخة56. Vg قد تم إسكاته بنجاح في الديدان الخيطية57 ، فضلا عن عسل النحل (Apis mellifera) حيث توسط [رني] استنفاد Vg لوحظ في البالغين والبيض22. [رني] إسكات الجينات بوسترانسكريبشونال وساطة Vg تم اختباره لأنه كان يعتقد استنفاد سيؤدي إلى تأثير المظهرية يمكن ملاحظتها مثل انخفاض الخصوبة وخصوبتها، يحتمل أن تكون المساعدة في مراقبة بمسب. جهامت الجين الذي يشفر S-adenosyl-L–الميثيونين (SAM)-تعتمد جابر حمض س-ميثيلترانسفيراسي، يحفز الخطوة الأخيرة في الطريق الحيوي جابر58. في هذا المسار farnesyl تسلسلياً تتحول بيروفوسفات (FPP) من فارنيسول، لحمض فارنيسويك متبوعاً بتحويل فارنيسواتي الميثيل إلى جابر من جهامت. هذا المسار هو المصانة في الحشرات والمفصليات خصيصا للمسخ، عملية تنمويا وينظم الهرمونات59،،من6061. في موري (ب)، التعبير الجيني جهامت ونشاط جابر السكروز في كلام المجاميع تشير إلى أن قمع النسخي الجينات جهامت حاسمة لإنهاء جابر الحيوي58. ولذلك، اختير الجينات جهامت و جيد جداً لاستنفاد المستهدفة باستخدام [رني]. كما تم اختبار [رني] في أشجار الحمضيات للتحكم في الكاريبي والمحيط الهادئ وجوس. تعامل أشجار الحمضيات مع دسرنا عن طريق جرعة الجذر، ووقف الصنبور (حقن الجذع)، فضلا عن الرش ورقي مع دسرناس ضد الحشرات ارجينين محددة كيناز (حزب العدالة والتنمية) النصوص42،44. تم الكشف عن تطبيق موضعي دسرنا جميع أنحاء أديم أشجار الحمضيات، التي تشير إلى تقديم بكفاءة من خلال الأنسجة الوعائية في النباتات، وأسفرت عن زيادة في معدل الوفيات في الكاريبي والمحيط الهادئ وجوس41،42، 45.

في الدراسة الحالية، وقمنا بتحديد طريقة تسليم النظام غذائي طبيعي لعلاجات مثل دسرنا. بعد ذلك استخدمت هذه التقنية المطورة حديثا لإسكات جهامت و Vg أظهرت مرناً باستخدام الجينات محددة دسرناس في الحوريات بمسب ك سابق62. هذه البروتوكولات التسليم الجديدة أظهرت هنا تحل محل نظم إيصال الحمض النووي الريبي التقليدية التي تستخدم في الرش الموضعي أو ميكروينجيكشنز. قد تستخدم الخضروات والفواكه وصنبور الجذعية، التنقيع التربة والطين الماصة في تسليم دسرنا، وبالغ الأهمية للتطوير المستمر لإدارة الآفات والممرضات المبيدات الحشرية الحيوية.

Protocol

1-بمسب تربية الخلفية الحشرات بمسب وفقا للممارسة مختبر قياسي و هو موضح سابقا63. رفع الحشرات ACP (دال-سيتري) في ماكروفيلا الحمضيات في glasshouse (22 درجة مئوية) والضوء الطبيعي. استخدام ACP الكبار، في حوالي 5-7 أيام بعد اكلوسيون. 2-اختيار مناطق الجينات وتو…

Representative Results

تم اختبار التسليم دسرنا وساطة الخضر من خلال تغذية في 4 بمسبال الطور الحوريات لتطوير المبيدات البيولوجية الجزيئية باستخدام [رني] للآفات الحشرية الغازية. تغذية بمسبس استخدام ستيليتس إبرة تشبه بهم عن طريق إليه تعرف باسم لاسيراتي، واستواء، مما يسبب خسائر كبيرة للمحاص?…

Discussion

[رني] وقد ثبت أن تكون أداة هامة لاستكشاف الجينات الوظيفة البيولوجية والتنظيم، مع إمكانية كبيرة لاستخدامها لإدارة الآفات الحشرية19،،من6869،70، 71-تصميم واختيار gene(s) المناسبة لإسكات في أنواع الحشرات معين…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

الكتاب الاعتراف بامتنان فيبر دونالد وميغان هيرلي (وزارة الزراعة، جمعية الإغاثة اﻷرمنية بلتسفيل، دكتوراه في الطب) لتوفير بمسب وغبطة للتجريب، والحفاظ على المستعمرات؛ وماريا ت. غونزاليس، سلفادور لوبيز ص، (وزارة الزراعة، جمعية الإغاثة اﻷرمنية، فورت بيرس، فلوريدا) وجاكي ل. متز (جامعة فلوريدا، فلوريدا، فورت بيرس) لصيانة مستعمرة وإعداد نماذج وتحليلات.

Materials

BMSB (H. halys) insects  USDA
ACP (D. citri) insects  USDA
organic green beans N/A
Citrus plants USDA
sodium hypochlorite solution J.T. Baker
green food coloring  McCormick & Co., Inc
Thermo Forma chambers  Thermo Fisher Scientific
Magenta vessel (Culture) Sigma
Primers  IDT DNA
SensiMix SYBR Bioline
qPCR ABI 7500 Applied Biosystems 
Spray bottle N/A
Parafilm American Can Company
TaKaRa Ex Taq Clontech
QIAquick Qiagen
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Hoebeke, E. R., Carter, M. E. . Halyomorpha halys (Stǻl)(Heteroptera: Pentatomidae): a polyphagous plant pest from Asia newly detected in North America. , (2003).
  2. Leskey, T. C., Hamilton, G. C., et al. Pest Status of the Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha Halys in the USA. Outlooks on Pest Management. 23 (5), 218-226 (2012).
  3. Peiffer, M., Felton, G. W. Insights into the Saliva of the Brown Marmorated Stink Bug Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (2), e88483 (2014).
  4. Anderson, B. E., Miller, J. J., Adams, D. R. Irritant contact dermatitis to the brown marmorated stink bug, Halyomorpha halys. Dermatitis : contact, atopic, occupational, drug. 23 (4), 170-172 (2012).
  5. Mertz, T. L., Jacobs, S. B., Craig, T. J., Ishmael, F. T. The brown marmorated stinkbug as a new aeroallergen. The Journal of allergy and clinical immunology. 130 (4), 999-1001 (2012).
  6. McClean, A. P. D., Schwarz, R. E. Greening or blotchy-mottle disease of citrus. Phytophylactica. 2 (3), 177-194 (2012).
  7. Bové, J. M. Huanglongbing: a destructive, newly-emerging, century-old disease of citrus. Journal of Plant Pathology. 88 (1), 7-37 (2006).
  8. Kuhar, T., Morrison, R., Leskey, T., Aigner, J. . Integrated pest management for brown marmorated stink bug in vegetables. , (2016).
  9. Tiwari, S., Mann, R. S., Rogers, M. E., Stelinski, L. L. Insecticide resistance in field populations of Asian citrus psyllid in Florida. Pest management science. 67 (10), 1258-1268 (2011).
  10. Baum, J. A., Bogaert, T., et al. Control of coleopteran insect pests through RNA interference. Nature Biotechnology. 25 (11), 1322-1326 (2007).
  11. Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418 (6894), 244-251 (2002).
  12. Mello, C. C., Conte, D. Revealing the world of RNA interference. Nature. 431 (7006), 338-342 (2004).
  13. Macrae, I. J., Zhou, K., et al. Structural basis for double-stranded RNA processing by Dicer. Science(New York, N.Y.). 311 (5758), 195-198 (2006).
  14. Bernstein, E., Caudy, A. A., Hammond, S. M., Hannon, G. J. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference. Nature. 409 (6818), 363-366 (2001).
  15. Ketting, R. F., Fischer, S. E., Bernstein, E., Sijen, T., Hannon, G. J., Plasterk, R. H. Dicer functions in RNA interference and in synthesis of small RNA involved in developmental timing in C. elegans. Genes & development. 15 (20), 2654-2659 (2001).
  16. Agrawal, N., Dasaradhi, P. V. N., Mohmmed, A., Malhotra, P., Bhatnagar, R. K., Mukherjee, S. K. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiology and molecular biology reviews : MMBR. 67 (4), 657-685 (2003).
  17. Martinez, J., Patkaniowska, A., Urlaub, H., Lührmann, R., Tuschl, T. Single-stranded antisense siRNAs guide target RNA cleavage in RNAi. Cell. 110 (5), 563-574 (2002).
  18. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  19. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395 (6705), 854 (1998).
  20. Clemens, J. C., Worby, C. A., et al. Use of double-stranded RNA interference in Drosophila cell lines to dissect signal transduction pathways. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (12), 6499-6503 (2000).
  21. Saleh, M. C., van Rij, R. P., et al. The endocytic pathway mediates cell entry of dsRNA to induce RNAi silencing. Nature cell biology. 8 (8), 793-802 (2006).
  22. Amdam, G. V., Simões, Z. L. P., Guidugli, K. R., Norberg, K., Omholt, S. W. Disruption of vitellogenin gene function in adult honeybees by intra-abdominal injection of double-stranded RNA. BMC biotechnology. 3, 1 (2003).
  23. Whyard, S., Singh, A. D., Wong, S. Ingested double-stranded RNAs can act as species-specific insecticides. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (11), 824-832 (2009).
  24. Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. Journal of Insect Physiology. 56 (3), 227-235 (2010).
  25. Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  26. Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95 (7), 1017-1026 (1998).
  27. Gatehouse, H. S., Gatehouse, L. N., Malone, L. A. Amylase activity in honey bee hypopharyngeal glands reduced by RNA interference. Journal of Apicultural. , (2004).
  28. Jaubert-Possamai, S., Le Trionnaire, G., Bonhomme, J., Christophides, G. K., Rispe, C., Tagu, D. Gene knockdown by RNAi in the pea aphid Acyrthosiphon pisum. BMC biotechnology. 7, 63 (2007).
  29. Martín, D., Maestro, O., Cruz, J., Mané-Padrós, D., Bellés, X. RNAi studies reveal a conserved role for RXR in molting in the cockroach Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 52 (4), 410-416 (2006).
  30. Bansal, R., Mittapelly, P., Chen, Y., Mamidala, P., Zhao, C., Michel, A. Quantitative RT-PCR Gene Evaluation and RNA Interference in the Brown Marmorated Stink Bug. PloS one. 11 (5), e0152730 (2016).
  31. Terenius, O., Papanicolaou, A., et al. RNA interference in Lepidoptera: an overview of successful and unsuccessful studies and implications for experimental design. Journal of Insect Physiology. 57 (2), 231-245 (2011).
  32. Sparks, M. E., Shelby, K. S., Kuhar, D., Gundersen-Rindal, D. E. Transcriptome of the Invasive Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha halys (Stål) (Heteroptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (11), e111646 (2014).
  33. Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science (New York, N.Y.). 282 (5388), 430-431 (1998).
  34. Baum, J. A., Roberts, J. K. Chapter Five – Progress Towards RNAi-Mediated Insect Pest Management. Insect Midgut and Insecticidal Proteins. 47, 249-295 (2014).
  35. Walshe, D. P., Lehane, S. M., Lehane, M. J., Haines, L. R. Prolonged gene knockdown in the tsetse fly Glossina by feeding double stranded RNA. Insect Molecular Biology. 18 (1), 11-19 (2009).
  36. Turner, C. T., Davy, M. W., MacDiarmid, R. M., Plummer, K. M., Birch, N. P., Newcomb, R. D. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Molecular Biology. 15 (3), 383-391 (2006).
  37. Bautista, M. A. M., Miyata, T., Miura, K., Tanaka, T. RNA interference-mediated knockdown of a cytochrome P450, CYP6BG1, from the diamondback moth, Plutella xylostella, reduces larval resistance to permethrin. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (1), 38-46 (2009).
  38. Maori, E., Paldi, N., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  39. Hunter, W., Ellis, J., Hayes, J., Westervelt, D., Glick, E. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), e1001160 (2010).
  40. Christiaens, O., Smagghe, G. The challenge of RNAi-mediated control of hemipterans. Current Opinion in Insect Science. 6, 15-21 (2014).
  41. Hunter, W. B., Hail, D., Tipping, C., Paldi, N. RNA interference to reduce sharpshooters, the glassy-winged sharpshooter, and the Asian citrus psyllid. Symposium. , 24-27 (2010).
  42. Hunter, W. B., Glick, E., Paldi, N., Bextine, B. R. Advances in RNA interference: dsRNA treatment in trees and grapevines for insect pest suppression. Southwestern Entomologist. , (2012).
  43. Hail, D. A., Dowd, S., Hunter, W. H., Bextine, B. R. Investigating the transcriptome of the potato psyllid (Bactericera cockerelli): toward an RNAi based management strategy. , 183-186 (2010).
  44. de Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNA Interference-Natural Gene-Based Technology for Highly Specific Pest Control (HiSPeC). RNA INTERFERENCE. , (2016).
  45. Taning, C. N. T., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian Citrus Psyllid RNAi Pathway – RNAi evidence. Scientific reports. 6, 38082 (2016).
  46. Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNAi feeding bioassay: development of a non-transgenic approach to control Asian citrus psyllid and other hemipterans. Entomologia Experimentalis et Applicata. 162 (3), 389-396 (2017).
  47. Joga, M. R., Zotti, M. J., Smagghe, G., Christiaens, O. RNAi Efficiency, Systemic Properties, and Novel Delivery Methods for Pest Insect Control: What We Know So Far. Frontiers in physiology. 7, 553 (2016).
  48. Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae). Insect Molecular Biology. 19 (5), 683-693 (2010).
  49. Li-Byarlay, H., Li, Y., et al. RNA interference knockdown of DNA methyl-transferase 3 affects gene alternative splicing in the honey bee. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12750-12755 (2013).
  50. Das, S., Debnath, N., Cui, Y., Unrine, J., Palli, S. R. Chitosan, Carbon Quantum Dot, and Silica Nanoparticle Mediated dsRNA Delivery for Gene Silencing in Aedes aegypti: A Comparative Analysis. ACS applied materials & interfaces. 7 (35), 19530-19535 (2015).
  51. Nimesh, S. Recent patents in siRNA delivery employing nanoparticles as delivery vectors. Recent patents on DNA & gene sequences. 6 (2), 91-97 (2012).
  52. Draz, M. S., Fang, B. A., et al. Nanoparticle-mediated systemic delivery of siRNA for treatment of cancers and viral infections. Theranostics. 4 (9), 872-892 (2014).
  53. Swevers, L., Raikhel, A. S., Sappington, T. W. Vitellogenesis and post-vitellogenic maturation of the insect ovarian follicle. Comprehensive. , (2005).
  54. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  55. Hagedorn, H. H., Kunkel, J. G. Vitellogenin and vitellin in insects. Annual review of entomology. , (1979).
  56. Brandt, B. W., Zwaan, B. J., Beekman, M. Shuttling between species for pathways of lifespan regulation: a central role for the vitellogenin gene family?. Bioessays. , (2005).
  57. Murphy, C. T., McCarroll, S. A., et al. Genes that act downstream of DAF-16 to influence the lifespan of Caenorhabditis elegans. Nature. 424 (6946), 277-283 (2003).
  58. Shinoda, T., Itoyama, K. Juvenile hormone acid methyltransferase: a key regulatory enzyme for insect metamorphosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (21), 11986-11991 (2003).
  59. Bellés, X. Beyond Drosophila: RNAi in vivo and functional genomics in insects. Annual review of entomology. 55, 111-128 (2010).
  60. Nouzova, M., Edwards, M. J., Mayoral, J. G., Noriega, F. G. A coordinated expression of biosynthetic enzymes controls the flux of juvenile hormone precursors in the corpora allata of mosquitoes. Insect biochemistry and molecular biology. 41 (9), 660-669 (2011).
  61. Huang, J., Marchal, E., Hult, E. F., Tobe, S. S. Characterization of the juvenile hormone pathway in the viviparous cockroach, Diploptera punctata. PloS one. 10 (2), e0117291 (2015).
  62. Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA delivery system for plant-sap-feeding insects. PloS one. 12 (2), e0171861 (2017).
  63. Khrimian, A., Zhang, A., et al. Discovery of the aggregation pheromone of the brown marmorated stink bug (Halyomorpha halys) through the creation of stereoisomeric libraries of 1-bisabolen-3-ols. Journal of natural products. 77 (7), 1708-1717 (2014).
  64. Hall, D. G., Richardson, M. L., El-Desouky, A., Halbert, S. E. Asian citrus psyllid, Diaphorina citri, vector of citrus huanglongbing disease. Entomologia Experimentalis et Applicata. 146 (2), 207-223 (2012).
  65. Murphy, K. A., Tabuloc, C. A., Cervantes, K. R., Chiu, J. C. Ingestion of genetically modified yeast symbiont reduces fitness of an insect pest via RNA interference. Scientific reports. 6, 22587 (2016).
  66. San Miguel, ., K, J. G., Scott, The next generation of insecticides: dsRNA is stable as a foliar-applied insecticide. Pest management science. 72 (4), 801-809 (2016).
  67. Li, H., Guan, R., Guo, H., Miao, X. New insights into an RNAi approach for plant defence against piercing-sucking and stem-borer insect pests. Plant, cell & environment. 38 (11), 2277-2285 (2015).
  68. Hull, D., Timmons, L. Methods for delivery of double-stranded RNA into Caenorhabditis elegans. Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 265, 23-58 (2004).
  69. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263 (1-2), 103-112 (2001).
  70. Burand, J. P., Hunter, W. B. RNAi: future in insect management. Journal of Invertebrate Pathology. 112 Suppl, S68-S74 (2013).
  71. Rodrigues, T. B., Figueira, A. . Management of Insect Pest by RNAi-A New Tool for Crop Protection. , (2016).
  72. Baumann, A. M. T., Bakkers, M. J. G., et al. 9-O-Acetylation of sialic acids is catalysed by CASD1 via a covalent acetyl-enzyme intermediate. Nature communications. 6, 7673 (2015).
  73. Araujo, R. N., Santos, A., Pinto, F. S., Gontijo, N. F., Lehane, M. J., Pereira, M. H. RNA interference of the salivary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus (Hemiptera: Reduviidae) by dsRNA ingestion or injection. Insect biochemistry and molecular biology. 36 (9), 683-693 (2006).
  74. Wuriyanghan, H., Rosa, C., Falk, B. W. Oral Delivery of Double-Stranded RNAs and siRNAs Induces RNAi Effects in the Potato/Tomato Psyllid, Bactericerca cockerelli. PloS one. 6 (11), e27736 (2011).
  75. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods (San Diego, Calif). 30 (4), 313-321 (2003).
  76. Yu, N., Christiaens, O., et al. Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions). Insect Science. , (2012).
  77. Allen, M. L., Walker, W. B. Saliva of Lygus lineolaris digests double stranded ribonucleic acids. Journal of Insect Physiology. 58 (3), 391-396 (2012).
  78. Wynant, N., Santos, D., Verdonck, R., Spit, J., Van Wielendaele, P., Vanden Broeck, J. Identification, functional characterization and phylogenetic analysis of double stranded RNA degrading enzymes present in the gut of the desert locust, Schistocerca gregaria. Insect biochemistry and molecular biology. 46, 1-8 (2014).
  79. Ghosh, S. K. B., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA-mediated RNA interference through feeding in larval gypsy moth, Lymantria dispar (Lepidoptera: Erebidae). European Journal of Entomology. 114, 170-178 (2017).
  80. Baigude, H., Rana, T. M. Delivery of therapeutic RNAi by nanovehicles. Chembiochem : a European journal of chemical biology. 10 (15), 2449-2454 (2009).
  81. Mitter, N., Worrall, E. A., et al. Clay nanosheets for topical delivery of RNAi for sustained protection against plant viruses. Nature plants. 3, 16207 (2017).
  82. Dubelman, S., Fischer, J., et al. Environmental fate of double-stranded RNA in agricultural soils. PloS one. 9 (3), e93155 (2014).
  83. Kola, V. S. R., Renuka, P., Madhav, M. S., Mangrauthia, S. K. Key enzymes and proteins of crop insects as candidate for RNAi based gene silencing. Frontiers in physiology. 6, 119 (2015).

Tags

Keywords: RNA InterferenceDsRNA DeliveryPhloemPlant-sap-feeding InsectsHemipteran PestsBrown Marmorated Stink BugOral DeliveryGene SilencingMolecular BiopesticidesCapillary ActionGreen Beans4th Instar Nymphs
check_url/pt/57390?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects. J. Vis. Exp. (135), e57390, doi:10.3791/57390 (2018).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image