Summary

Frakturstedet apparater Design og protokollen optimalisering for lukket-stabilisert brudd i gnagere

Published: August 14, 2018
doi:

Summary

Målet med protokollen er å optimalisere parameterne brudd generasjon å gi konsekvent frakturer. Denne protokollen står for variasjoner i bein størrelse og morfologi som finnes mellom dyr. I tillegg er en kostnadseffektiv, justerbar brudd apparater beskrevet.

Abstract

Pålitelig generering av konsekvent stabilisert frakturer i dyremodeller er viktig for å forstå biologi bein regenerasjon og utvikle legemiddelselskap og enheter. Imidlertid er tilgjengelige skade modeller plaget av inkonsekvens bortkastet dyr og ressurser og imperfektum data. For å løse dette problemet med brudd heterogenitet, er formålet med metoden beskrevet her å optimalisere brudd generasjon parametere gjelder for hvert dyr og gir en konsekvent brudd plassering og mønster. Denne protokollen står for bein størrelse og morfologi som finnes mellom musen stammer og kan tilpasses til å generere konsistent frakturer i andre arter, som rotte. I tillegg er en kostnadseffektiv, justerbar brudd apparater beskrevet. Sammenlignet med dagens stabilisert brudd teknikker, viser optimalisering protokollen og nye brudd apparatet økt konsistens i stabilisert brudd mønstre og steder. Bruke optimalisert parametere gjelder for eksempel type, beskrevet protokollen øker presisjonen for indusert traumer, minimere den frakturstedet heterogenitet vanligvis observert i lukket brudd generasjon prosedyrer.

Introduction

Forskning på brudd healing er nødvendig å ta en stor klinisk og økonomisk problem. Hvert år over 12 millioner sprekker behandles i USA1, koster $80 milliarder pr år2. Sannsynligheten for en mannlig eller kvinnelig lidelse brudd i livet er 25% og 44%, henholdsvis3. Problemer i forbindelse med brudd healing forventes å øke med økt samtidige som befolkningen aldre. Å studere og løse dette problemet, kreves det robust modeller av brudd generasjon og stabilisering. Gnager modeller er ideell for dette formålet. De gir kliniske relevans og kan endres til adressen bestemte betingelser (dvs.flere skader, åpne, lukket, iskemiske og infiserte brudd). Replikere klinisk scenarier, er dyr brudd modeller viktig for å forstå bein biologi og utvikle legemiddelselskap og enheter. Men kan forsøk på å studere forskjellene mellom intervensjoner kompliseres av variasjon introdusert av inkonsekvent brudd generasjon. Dermed er generere reproduserbare og konsekvent lukket brudd i dyremodeller avgjørende for feltet muskel forskning.

Til tross for riktig kontrollere for potensielle emnet heterogenitet ved å sikre riktig genetisk bakgrunn, kjønn, alder og miljøforhold, produksjon av klinisk relevante konsekvent Ben skader er en viktig variabel påvirker reproduserbarhet som må kontrolleres. Statistiske sammenligninger med inkonsekvente frakturer er plaget med eksperimentelle støy og høye variasjon4; i tillegg kan brudd variasjon føre unødvendig dyr død behovet for å øke utvalgsstørrelsen eller nødvendigheten av å avlive dyrene med comminuted eller malpositioned sprekker. Formålet med metoden beskrevet her er å optimalisere brudd generasjon parametrene som er spesifikke for eksempel type og gir en konsekvent brudd plassering og mønster.

Aktuelle modeller for brudd generasjon faller inn i to hovedkategorier, hver med sine egne styrker og svakheter. Åpne-brudd (osteotomi) modeller gjennomgår kirurgi for å avsløre bein, hvoretter brudd er indusert av kutte beinet eller svekket det og deretter manuelt bryte den5,6,7,8. Fordelene med denne metoden er den direkte visualiseringen av bruddet sted og en mer konsekvent brudd plassering og mønster. Men er tilnærmingen fysiologiske og klinisk relevans og mekanisme for skade begrenset. I tillegg krever åpne metoder for brudd generasjon kirurgisk tilnærming og avslutning med lengre perioder der gnagere er utsatt for en økt risiko for smitte.

Lukkede teknikker tar mange åpne teknikkens begrensninger. Lukkede teknikker produsere frakturer bruker et eksternt anvendt blunt force traume som induserer skader bein og omkringliggende vev, mer like de sett i menneskets kliniske skader. Den vanligste metoden ble beskrevet av Bonnarens og Einhorn i 19849. De beskrevet en vektet giljotinen brukes til å formidle stumpe traumer å bryte bein uten å forårsake noen eksterne huden sår. Denne metoden er allment vedtatt for å studere effekten av genetikk10,11, farmakologisk behandling12,13,14,15, mekanikk16, 17, og fysiologi18,19,20 på bein i mus og rotter. Fordelen med lukket metoder er fysiologisk relevante frakturer, er eksperimentelle reproduserbarhet og stringens begrenset av brudd heterogenitet. Inkonsekvent brudd generasjon resulterer i en begrenset mellom-gruppe differensiering, tapt prøver og en økning i dyr måtte oppnå statistiske betydning.

Kontrollere variasjon i brudd generasjon og stabilisering er viktig å gi meningsfulle resultater. For å riktig studere biologi brudd reparasjon, er en enkel men robust brudd modell nødvendig. Modellen skal oversettbare til gnagerarter, bein typer (femur eller tibiae, for eksempel), og over variabel musen genetisk bakgrunn og indusert mutasjoner. Videre bør ideelt fremgangsmåten være teknisk enkelt og gi konsistente resultater. Til adressen brudd heterogenitet, metoden beskrevet heri er bygging av en godt kontrollerte sprekken enhet som kan brukes til å optimalisere parametrene og generere konsekvent lukket frakturer uansett alder, kjønn eller genotype.

Protocol

Denne protokollen ble utviklet for å sikre at dyr ikke brukes unødvendig og er spart alle unødvendige smerter og plager; det overholder alle gjeldende føderale, statlige, lokale og institusjonelle lover og retningslinjer som styrer Forsøksdyrutvalget. Protokollen ble utviklet under ledelse av et universitet hele laboratorium dyr medisin Program rettet av veterinarians spesialisert i laboratoriet dyr medisin. Protokollen ble vurdert og godkjent av institusjonelle Animal Care og bruk Committee (IACUC). <p class="j…

Representative Results

Giljotinen tidligere brukt i vårt laboratorium utviklet i 2004 og var basert på modeller publisert av Einhorn21. Designen gjorde ikke tillate justeringer tilstrekkelig hensyn til eventuelle forskjeller i bein morfologi og gjorde ikke tillate en reproduserbar posisjonering av lem. Videre må forrige apparatet to personer til å betjene den. Derfor vi designet, utviklet og bygget en ny brudd apparater. Viktigste var muligheten til å nøyaktig justering av den frak…

Discussion

Denne brudd optimalisering og generasjon protokollen gir forskere effektiv metode til å utlede at brudd parametere og utføre en minimal invasiv prosedyre, som produserer nøyaktig, repeterbare, tverrstilt frakturer. I tillegg oppretter denne protokollen et felles sett brudd generasjon parametere som fremmer metoden konsekvens mellom forskere. Disse parametrene kan etablering av en felles brudd database å etablere brudd standarder basert på en rekke parametere (f.eks, alder, kjønn, kjønn og genotype). En op…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskning rapportert i denne publikasjonen ble støttet av nasjonalt Institutt for Arthritis og Musculoskeletal og hudsykdommer av National Institutes of Health under prisen nummer F30AR071201 og R01AR066028.

Materials

Support Subassembly Supplementary Figure 1
Beam, Support–Jaw Section  80/20 1003 x 9.00 w/ #7042 at A, C, in Left End
Beam, Support–Horizontal Section 80/20 1002 x 14.00
Beam, Support–Vertical 1 80/20 1050 x 10.50  w/ #7042 at A in Left End and at A in Right End
Beam, Support–Vertical 2 80/20 1010 x 10.50  w/ #7042 at D, B in Left End and at A in Right End
Beam, Support–Plate Mount 80/20 1030 x 8.00  w/ #7036 at Left End
Beam, Support–Magnet 80/20 1010 x 13.50  w/ #7042 at A, C, in Right End
Anchors (3) 80/20 3392
Double Anchor (3) 80/20 3091
Bolt Assembly (6) 80/20 3386 1/4-20 x 3/8"
Button Head Socket Cap Screw (6) 80/20 3604 1/4-20 x 3/4"
Ram Subassembly Supplementary Figure 2
Block, Stop Custom Supplementary Figure 3
Block, Guide Custom Supplementary Figure 3
Rod, Ram Custom Supplementary Figure 4
Alignment Screw Custom Supplementary Figure 5
Plate, Mounting Custom Supplementary Figure 6
Linear Sleeve Bearing (2) McMaster-Carr 8649T2
Hex Nut (3) McMaster-Carr 92673A125 3/8-16 UNC
Socket Cap Screw (8) McMaster-Carr 92196A108 4/40 x 3/8"
Socket Cap Screw (6) McMaster-Carr 92196A032 4/40 x 1 1/8"
Socket Cap Screw (1) McMaster-Carr 92196A267  10/32 3/8"
Magnet Subassembly Supplementary Figure 7
Mount, Magnet Custom Supplementary Figure 8
Power Supply McMaster-Carr 70235K23
Foot Switch McMaster-Carr 7376k2
Electromagnet McMaster-Carr 5698k111
Wire – 10 feet McMaster-Carr 9936k12
Rod, Magnet McMaster-Carr 95412A566 1/4" Threaded Rod x 7"
Corner Bracket (6) 80/20 4108
Socket Cap Screw (1) McMaster-Carr 92196A705 10/32 1 1/4"
Hex Nut (4) McMaster-Carr 92673A113 1/4-20 UNC
Complete Assembly Supplementary Figure 9
Bracket, Leg Jaw (2) Custom Supplementary Figure 10
Platform, Fracture Custom Supplementary Figure 11
Jig, Positioning-Fracture Custom Supplementary Figure 12
Other
Pin Cutter Medical Supplies and Equipment 150S
Needles Sigma Z192430, Z192376  23g x 1.5" – mouse femur, 27g x 1.25" – mouse tibia

References

  1. Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
  2. Nguyen, N. D., Ahlborg, H. G., Center, J. R., Eisman, J. A., Nguyen, T. V. Residual lifetime risk of fractures in women and men. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 22 (6), 781-788 (2007).
  3. Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20 (5), 1091-1098 (2002).
  4. Cheung, K. M. C., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. E. An externally fixed femoral fracture model for mice. Journal of Orthopaedic Research. 21 (4), 685-690 (2003).
  5. Connolly, C. K., et al. A reliable externally fixated murine femoral fracture model that accounts for variation in movement between animals. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 843-849 (2003).
  6. Histing, T., et al. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).
  7. Gröngröft, I., et al. Fixation compliance in a mouse osteotomy model induces two different processes of bone healing but does not lead to delayed union. Journal of Biomechanics. 42 (13), 2089-2096 (2009).
  8. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
  9. Huang, C., et al. The spatiotemporal role of COX-2 in osteogenic and chondrogenic differentiation of periosteum-derived mesenchymal progenitors in fracture repair. PloS One. 9 (7), 100079 (2014).
  10. Waki, T., et al. Profiling microRNA expression during fracture healing. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 83 (2016).
  11. Yee, C. S., et al. Sclerostin antibody treatment improves fracture outcomes in a Type I diabetic mouse. Bone. 82, 122-134 (2016).
  12. Wong, E., et al. A novel low-molecular-weight compound enhances ectopic bone formation and fracture repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 95 (5), 454-461 (2013).
  13. Prodinger, P. M., et al. Does Anticoagulant Medication Alter Fracture-Healing? A Morphological and Biomechanical Evaluation of the Possible Effects of Rivaroxaban and Enoxaparin Using a Rat Closed Fracture Model. PloS One. 11 (7), 0159669 (2016).
  14. Menzdorf, L., et al. Local pamidronate influences fracture healing in a rodent femur fracture model: an experimental study. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 255 (2016).
  15. Hagiwara, Y., et al. Fixation stability dictates the differentiation pathway of periosteal progenitor cells in fracture repair. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 33 (7), 948-956 (2015).
  16. Gardner, M. J., et al. Differential fracture healing resulting from fixation stiffness variability: a mouse model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 16 (3), 298-303 (2011).
  17. Catma, M. F., et al. Remote ischemic preconditioning enhances fracture healing. Journal of Orthopaedics. 12 (4), 168-173 (2015).
  18. Lichte, P., et al. Impaired Fracture Healing after Hemorrhagic Shock. Mediators of Inflammation. 2015, 132451 (2015).
  19. Lopas, L. A., et al. Fractures in geriatric mice show decreased callus expansion and bone volume. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (11), 3523-3532 (2014).
  20. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of orthopaedic research. 2 (1), 97-101 (1984).
  21. Marturano, J. E., et al. An improved murine femur fracture device for bone healing studies. Journal of Biomechanics. 41 (6), 1222-1228 (2008).
  22. Jackson, R. W., Reed, C. A., Israel, J. A., Abou-Keer, F. K., Garside, H. Production of a standard experimental fracture. Canadian Journal of Surgery. Journal Canadien De Chirurgie. 13 (4), 415-420 (1970).
  23. Byrne, M., Cleveland, B., Marturano, J., Wixted, J., Billiar, K. Design of a reproducible murine femoral fracture device. Conference: Bioengineering Conference, 2007. NEBC ’07. IEEE 33rd Annual Northeast. , (2007).
  24. Carter, D. R., Hayes, W. C. Compact bone fatigue damage-I. Residual strength and stiffness. Journal of Biomechanics. 10 (5), 325-337 (1977).
  25. McGee, A., Qureshi, A., Porter, K. Review of the biomechanics and patterns of limb fractures. Trauma. 6 (1), 29-40 (2004).
check_url/58186?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zondervan, R. L., Vorce, M., Servadio, N., Hankenson, K. D. Fracture Apparatus Design and Protocol Optimization for Closed-stabilized Fractures in Rodents. J. Vis. Exp. (138), e58186, doi:10.3791/58186 (2018).

View Video