Summary

Перелом аппарат проектирование и оптимизация протокола для закрыт стабилизированный переломов у грызунов

Published: August 14, 2018
doi:

Summary

Цель Протокола заключается в оптимизировать параметры генерации перелом произвести последовательное переломы. Этот протокол учитывает изменения в размер костей и морфологии, которые могут существовать между животными. Кроме того описан экономически, регулируемое перелом аппарат.

Abstract

Надежное поколение последовательной стабилизации переломов в животных моделях имеет важное значение для понимания биологии костной регенерации и развития клинической медицины и устройств. Однако имеющиеся повреждения модели страдают от непоследовательности, приводит к потере животных и ресурсов и несовершенных данных. Для решения этой проблемы разрушения гетерогенности, метода, описанного в настоящем документе призвана оптимизировать параметры генерации перелом, специфичные для каждого животного и выход последовательного разрушения местоположение и шаблон. Этот протокол учитывает изменения в размер костей и морфологии, которые могут существовать между мыши штаммов и могут быть приспособлены для создания последовательного переломов в других видов, таких как крысы. Кроме того описан экономически, регулируемое перелом аппарат. По сравнению с нынешних методов стабилизации переломов, оптимизации протокола и новых переломов аппарат демонстрируют повышение согласованности в стабилизированное перелом шаблоны и местах. С помощью оптимизированные параметры, специфические для типа образца, описывается протокол увеличивает точность индуцированных травм, минимизации неоднородность перелом, обычно наблюдается в закрытые перелом поколения процедур.

Introduction

Исследования на заживление перелома необходима для решения крупных клинические и экономические проблемы. Каждый год в Соединенных Штатах1, стоимостью $80 млрд в год2рассматриваются более 12 миллионов переломов. Вероятность возникновения мужского или женского пола страдают перелом в их жизни составляет 25% и 44%, соответственно3. Ожидается, что проблемы, связанные с заживление перелома увеличить с повышенной сопутствующих заболеваний по мере старения населения. Для изучения и решения этой проблемы, требуются надежные модели разрушения поколения и стабилизации. Грызун модели идеально подходят для этой цели. Они обеспечивают клиническое значение и могут быть изменены в адрес конкретных условий (т.е., множественные травмы, открытые, закрытые, ишемическая и зараженных переломы). Помимо репликации клинических сценариев, животных перелом модели важны для понимания биологии костей и развивающихся терапии и устройств. Однако попытки изучить различия между вмешательства может осложняться изменчивость, представленный несовместимым перелом поколения. Таким образом создания воспроизводимых и последовательно закрытые переломы в животных моделях важно для области исследований опорно-двигательного аппарата.

Несмотря на должным образом контролировать для потенциальных тема неоднородность, обеспечивая соответствующий генетический фон, пола, возраста и условий окружающей среды, производство клинически значимых последовательной костных травм является значительным переменной влияющие воспроизводимость результатов, что должно контролироваться. Статистические сопоставления с использованием несовместимых переломы страдают с экспериментальной шума и высокой изменчивости4; Кроме того изменчивость перелом может привести к ненужной смерти животного из-за необходимости увеличения размера выборки или необходимости усыпить животных с переломами измельчённого или независимо. Цель метода, описанного в настоящем документе оптимизировать параметры генерации переломов, которые являются специфическими для образца типа и принести последовательной перелом местоположение и шаблон.

Текущие модели разрушения поколения делятся на две широкие категории, каждый с их собственные сильные и слабые стороны. Открыть перелом (остеотомия) модели хирургическую операцию для представления костей, после чего перелом индуцируется резки кости или ослабления его и затем вручную ломать его5,6,,78. Преимуществами этого метода являются прямым визуализация сайта перелом и более согласованное перелом и шаблон. Однако физиологических и клинических актуальность подхода и механизма травмы ограничен. Кроме того открытые методы разрушения поколения требуют хирургический подход и закрытия с продолжительных периодов времени, во время которых грызунов подвергаются повышенному риску заражения.

Закрытые методы решить многие из ограничений открытых технику. Закрытые методы производят переломы, используя внешне прикладной тупой травмой силы который индуцирует травмы в кости и окружающих тканей, больше похожи на те видели в человеческих клинических травм. Наиболее распространенный метод был описан Bonnarens и Einhorn в 1984 году9. Они описали взвешенной Гильотина, используется для придания контузия сломать кости, не вызывая каких-либо внешних кожи раны. Этот метод широко принято для изучения эффекта генетики10,11, фармакологической терапии12,13,14,15, механики16, 17и физиологии18,,1920 на кости Исцеление у мышей и крыс. В то время как благо закрытых методов является физиологически соответствующих переломов, экспериментальные воспроизводимость и строгость ограничены перелом неоднородности. Несогласованные перелом поколения приводит к ограниченной дифференциация между группой, утраченных образцов и увеличение животных, необходимых для достижения статистической значимости.

Управление изменчивость в поколение перелом и стабилизации имеет важное значение для получения значимых результатов. Для того, чтобы должным образом изучить биологии ремонт трещин, простой, но надежный перелом модель необходима. Модель должна быть переводимые видов грызунов, типы кости (бедра или голени, например) и через переменную мыши генетических стола и индуцированные мутации. Кроме того Идеальная процедура должна быть технически простой и производить последовательные результаты. В адрес перелом неоднородность метод, описанный здесь, является строительство хорошо контролируемых перелом устройство, которое затем может использоваться для оптимизации параметров и генерировать последовательно закрытые переломы независимо от возраста, пола, генотипа.

Protocol

Этот протокол был разработан для обеспечения что животные не используются напрасно и были избавлены от всех ненужных боли и расстройство; Он придерживается всех применимых федеральных, государственных, местных и институциональных законов и руководящих принципов исследования животн?…

Representative Results

Гильотина, использовавшихся ранее в нашей лаборатории была разработана в 2004 году и была основана на модели, Опубликовано Einhorn21. Дизайн не позволяют внести должным образом учитывать любые различия в морфологии костей и не позволяют воспроизводимый позици?…

Discussion

Этот перелом оптимизации и генерации протокол обеспечивает исследователей с эффективным методом для получения на перелом параметры и выполнять минимально инвазивные процедуры, которая производит точный, повторяемые, поперечные переломы. Кроме того этот Протокол устанавливает общий…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Исследования в этой публикации был поддержан национального института артрита и Musculoskeletal и кожных заболеваний национального института здравоохранения под награду номер F30AR071201 и R01AR066028.

Materials

Support Subassembly Supplementary Figure 1
Beam, Support–Jaw Section  80/20 1003 x 9.00 w/ #7042 at A, C, in Left End
Beam, Support–Horizontal Section 80/20 1002 x 14.00
Beam, Support–Vertical 1 80/20 1050 x 10.50  w/ #7042 at A in Left End and at A in Right End
Beam, Support–Vertical 2 80/20 1010 x 10.50  w/ #7042 at D, B in Left End and at A in Right End
Beam, Support–Plate Mount 80/20 1030 x 8.00  w/ #7036 at Left End
Beam, Support–Magnet 80/20 1010 x 13.50  w/ #7042 at A, C, in Right End
Anchors (3) 80/20 3392
Double Anchor (3) 80/20 3091
Bolt Assembly (6) 80/20 3386 1/4-20 x 3/8"
Button Head Socket Cap Screw (6) 80/20 3604 1/4-20 x 3/4"
Ram Subassembly Supplementary Figure 2
Block, Stop Custom Supplementary Figure 3
Block, Guide Custom Supplementary Figure 3
Rod, Ram Custom Supplementary Figure 4
Alignment Screw Custom Supplementary Figure 5
Plate, Mounting Custom Supplementary Figure 6
Linear Sleeve Bearing (2) McMaster-Carr 8649T2
Hex Nut (3) McMaster-Carr 92673A125 3/8-16 UNC
Socket Cap Screw (8) McMaster-Carr 92196A108 4/40 x 3/8"
Socket Cap Screw (6) McMaster-Carr 92196A032 4/40 x 1 1/8"
Socket Cap Screw (1) McMaster-Carr 92196A267  10/32 3/8"
Magnet Subassembly Supplementary Figure 7
Mount, Magnet Custom Supplementary Figure 8
Power Supply McMaster-Carr 70235K23
Foot Switch McMaster-Carr 7376k2
Electromagnet McMaster-Carr 5698k111
Wire – 10 feet McMaster-Carr 9936k12
Rod, Magnet McMaster-Carr 95412A566 1/4" Threaded Rod x 7"
Corner Bracket (6) 80/20 4108
Socket Cap Screw (1) McMaster-Carr 92196A705 10/32 1 1/4"
Hex Nut (4) McMaster-Carr 92673A113 1/4-20 UNC
Complete Assembly Supplementary Figure 9
Bracket, Leg Jaw (2) Custom Supplementary Figure 10
Platform, Fracture Custom Supplementary Figure 11
Jig, Positioning-Fracture Custom Supplementary Figure 12
Other
Pin Cutter Medical Supplies and Equipment 150S
Needles Sigma Z192430, Z192376  23g x 1.5" – mouse femur, 27g x 1.25" – mouse tibia

References

  1. Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
  2. Nguyen, N. D., Ahlborg, H. G., Center, J. R., Eisman, J. A., Nguyen, T. V. Residual lifetime risk of fractures in women and men. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 22 (6), 781-788 (2007).
  3. Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20 (5), 1091-1098 (2002).
  4. Cheung, K. M. C., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. E. An externally fixed femoral fracture model for mice. Journal of Orthopaedic Research. 21 (4), 685-690 (2003).
  5. Connolly, C. K., et al. A reliable externally fixated murine femoral fracture model that accounts for variation in movement between animals. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 843-849 (2003).
  6. Histing, T., et al. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).
  7. Gröngröft, I., et al. Fixation compliance in a mouse osteotomy model induces two different processes of bone healing but does not lead to delayed union. Journal of Biomechanics. 42 (13), 2089-2096 (2009).
  8. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
  9. Huang, C., et al. The spatiotemporal role of COX-2 in osteogenic and chondrogenic differentiation of periosteum-derived mesenchymal progenitors in fracture repair. PloS One. 9 (7), 100079 (2014).
  10. Waki, T., et al. Profiling microRNA expression during fracture healing. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 83 (2016).
  11. Yee, C. S., et al. Sclerostin antibody treatment improves fracture outcomes in a Type I diabetic mouse. Bone. 82, 122-134 (2016).
  12. Wong, E., et al. A novel low-molecular-weight compound enhances ectopic bone formation and fracture repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 95 (5), 454-461 (2013).
  13. Prodinger, P. M., et al. Does Anticoagulant Medication Alter Fracture-Healing? A Morphological and Biomechanical Evaluation of the Possible Effects of Rivaroxaban and Enoxaparin Using a Rat Closed Fracture Model. PloS One. 11 (7), 0159669 (2016).
  14. Menzdorf, L., et al. Local pamidronate influences fracture healing in a rodent femur fracture model: an experimental study. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 255 (2016).
  15. Hagiwara, Y., et al. Fixation stability dictates the differentiation pathway of periosteal progenitor cells in fracture repair. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 33 (7), 948-956 (2015).
  16. Gardner, M. J., et al. Differential fracture healing resulting from fixation stiffness variability: a mouse model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 16 (3), 298-303 (2011).
  17. Catma, M. F., et al. Remote ischemic preconditioning enhances fracture healing. Journal of Orthopaedics. 12 (4), 168-173 (2015).
  18. Lichte, P., et al. Impaired Fracture Healing after Hemorrhagic Shock. Mediators of Inflammation. 2015, 132451 (2015).
  19. Lopas, L. A., et al. Fractures in geriatric mice show decreased callus expansion and bone volume. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (11), 3523-3532 (2014).
  20. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of orthopaedic research. 2 (1), 97-101 (1984).
  21. Marturano, J. E., et al. An improved murine femur fracture device for bone healing studies. Journal of Biomechanics. 41 (6), 1222-1228 (2008).
  22. Jackson, R. W., Reed, C. A., Israel, J. A., Abou-Keer, F. K., Garside, H. Production of a standard experimental fracture. Canadian Journal of Surgery. Journal Canadien De Chirurgie. 13 (4), 415-420 (1970).
  23. Byrne, M., Cleveland, B., Marturano, J., Wixted, J., Billiar, K. Design of a reproducible murine femoral fracture device. Conference: Bioengineering Conference, 2007. NEBC ’07. IEEE 33rd Annual Northeast. , (2007).
  24. Carter, D. R., Hayes, W. C. Compact bone fatigue damage-I. Residual strength and stiffness. Journal of Biomechanics. 10 (5), 325-337 (1977).
  25. McGee, A., Qureshi, A., Porter, K. Review of the biomechanics and patterns of limb fractures. Trauma. 6 (1), 29-40 (2004).
check_url/58186?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zondervan, R. L., Vorce, M., Servadio, N., Hankenson, K. D. Fracture Apparatus Design and Protocol Optimization for Closed-stabilized Fractures in Rodents. J. Vis. Exp. (138), e58186, doi:10.3791/58186 (2018).

View Video