Summary

Bildebehandling celle interaksjon i Tracheal Mucosa under influensa Virus smitte med to-fotonet Intravital mikroskopi

Published: August 17, 2018
doi:

Summary

I denne studien presenterer vi en protokoll for å utføre to-fotonet intravital imaging og celle samhandling analyse i murine tracheal mucosa etter infeksjon med influensavirus. Denne protokollen vil være relevant for forskere studere immun celle dynamics under luftveisinfeksjoner.

Abstract

Analyse av celle-celle eller cellen-patogen samhandling i vivo er et viktig verktøy for å forstå dynamikken i immun respons på infeksjon. To-fotonet intravital mikroskopi (2P-IVM) gir observasjon av cellen interaksjoner i dype vev i levende dyr, samtidig som photobleaching genereres under bildeopptak. Ulike modeller for 2P-IVM av lymfoide og ikke-lymfoide organer er beskrevet hittil. Bildebehandling åndedretts organer er imidlertid en utfordring på grunn av bevegelsen knyttet pust syklusen av dyret.

Her beskriver vi en protokoll for å visualisere i vivo immun celle interaksjoner i luftrøret mus infisert med influensavirus benytter 2 P-IVM. Til dette formålet utviklet vi en egendefinert tenkelig plattform, som inkluderte kirurgisk eksponering og intubasjon av trachea, etterfulgt av oppkjøpet av dynamiske bilder av nøytrofile og dendrittiske celler (DC) i slimhinnene epitel. I tillegg detaljerte vi trinnene for å utføre influensa intranasal infeksjon og flyt cytometric analyse av immunceller i luftrøret. Til slutt, vi analyserte nøytrofile og DC motilitet samt deres samspill i løpet av en film. Denne protokollen tillater generering av stabile og lyse 4D-bilder nødvendig for å vurdere celle-celle interaksjoner i luftrøret.

Introduction

To-fotonet intravital mikroskopi (2P-IVM) er en effektiv teknikk for sanntid tenkelig celle til celle samhandlinger som de forekommer i deres naturlige miljø1. En av de viktigste fordelene med denne metoden er at det tillater studiet av cellulære prosesser på en større prøven dybde (500 µm til 1 mm) sammenlignet med andre tradisjonelle imaging teknikker2. Samtidig minimerer bruk av to lav-energi fotoner generert av to-fotonet laser vev Foto-skade vanligvis assosiert med bilde oppkjøpet prosessen2. I løpet av det siste tiåret, er 2P-IVM brukt for å studere ulike typer celle-celle interaksjoner i flere disipliner3,4,5. Disse studiene har blitt spesielt relevant å undersøke immunceller, som er preget av deres høy dynamikk og dannelsen av fremtredende kontakter etter signalene generert av andre celler og miljø. 2P-IVM er også brukt for å studere interaksjonen mellom patogen og vert6. Faktisk har det tidligere vist at noen patogener kan endre type og varighet av kontaktene mellom immunceller, hindrer, resultatet av immunrespons7.

Luftveiene mucosa er det første stedet der immunrespons mot luftbårne patogener er generert8. I vivo analyse av patogen vert interaksjoner i dette vevet er derfor avgjørende å forstå initiering av forsvarsmekanismer vert under infeksjon. Men er 2P-IVM i luftveiene utfordrende skyldes gjenstander produsert av puste syklusen av dyret, som truer prosessen med bildeopptak. Nylig har ulike kirurgisk modeller blitt beskrevet for bildebehandling murine luftrøret9,10,11,12 og lungene13,14,15, 16. Tracheal 2P-IVM modeller representerer en utmerket oppsett å visualisere den innledende fasen av immunreaksjon i øvre luftveiene, mens lunge-alveoler 2P-IVM modeller er mer egnet til å studere den sene fasen av infeksjoner. Utviklet lunge modellene presentere en begrensning assosiert med tilstedeværelse av luftfylte alveoler, som begrenser optisk gjennomtrengning av laser og gjøre den slimhinnene lag i intrapulmonary luftveiene utilgjengelig for i vivo imaging17 . Omvendt, strukturen i luftrøret, dannet av en kontinuerlig epitel, forenkler bildeopptak.

Her presenterer vi en protokoll som inneholder en detaljert beskrivelse av trinn kreves for å utføre influensa infeksjon, kirurgisk utarbeidelse av dyrene, og 2P-IVM av trachea. I tillegg beskriver vi en bestemt eksperimentelle oppsett for visualisering av nøytrofile og dendrittiske celler (DC), to immun celletyper som spiller en viktig rolle som meglere på forsvar mekanisme mot influensa virus18,19 . Til slutt, vi beskriver en prosedyre for å analysere nøytrofile-DC interaksjoner. Kontaktene har vist seg å modulere DC aktivisering og, senere, å påvirke immunreaksjoner mot patogener20.

Protocol

Alle dyr prosedyrer som involverer mus ble utført i henhold til sveitsiske føderale veterinær kontor retningslinjer og dyr protokollene ble godkjent av lokale veterinær myndighetene. 1. influensa infeksjon av CD11c-YFP mus BiosikkerhetMerk: Mus tilpasset belastningen av influensa A/Puerto Rico/8/34 H1N1 (PR8) var vokst befruktede egg, renset og titreres som beskrevet tidligere21. Alle foranstaltningene innvolvere infiserte dyr eller bi…

Representative Results

I dette arbeidet beskrev vi en detaljert protokoll for å studere i vivo motilitet og samspillet mellom nøytrofile og DC under influensa infeksjon i murine luftrøret (figur 3A). Til dette formålet isolerte vi CFP+ nøytrofile (92% renhet; Figur 3B) fra CK6-ECFP overført mus og vi adoptively dem til en CD11c-YFP mus infisert med influensa. Etter at spilte vi 2P-IVM av trachea på dag 3 p.i. På dette tidspu…

Discussion

Dette arbeidet gir en detaljert protokoll for generering av 4D-bilder viser overføringen av adoptively overførte nøytrofile og deres samspill med fm under en influensa infeksjon i musen luftrøret. Beskrevet 2P-IVM modell vil være relevant å studere immun celle dynamics under en infeksjon i luftveiene.

Nylig har flere modeller basert på visualisering av cellen dynamikk i luftveiene vært utviklet9,10,

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av den sveitsiske National Foundation (SNF) gir (176124, 145038 og 148183), den europeiske kommisjonen Marie Curie reintegrasjon Grant (612742) og SystemsX.ch for et stipend til D.U.P. (2013/124).

Materials

Gigasept instru AF Schülke & Mayr GmbH 4% solution
CD11c-YFP mice Jackson Laboratories 008829 mice were bred in-house
CK6-ECFP mice Jackson Laboratories 004218 mice were bred in-house
1 X Dulbecco's Phosphate Buffered Saline modified without Calcium Choride and Magnesium Chloride Sigma D8537-500ML
10 X Dulbecco's Phosphate Buffered Saline modified without Calcium Choride and Magnesium Chloride Sigma D1408-500ML
Percoll PLUS Sigma E0414-1L Store at 4°C
Ketamin Labatec Labatec Pharma 7680632310024 Store at RT, store at 4°C when in solution of ket/xyl mixture
Rompun 2% (Xylazin) Bayer 6293841.00.00 Store at RT, store at 4°C when in solution of ket/xyl mixture
26 G 1 mL Sub-Q BD Plastipak BD Plastipak 305501
30 G 0,3 mL BD Micro-Fine Insulin Syringes BD 324826
Falcon 40 µm Cell Strainer Corning 352340
2 mL Syringes BD Plastipak 300185
Microlance 3 18 G needles BD 304622
Introcan Safety 20G (catheter) Braun 4251652.01
6 Well Cell Culture Cluster Costar 3516
RPMI medium 1640 + HEPES (1X) ThermoFisher Scientific 42401-018 Store at 4°C
Liberase TL Research Grade Roche 5401020001 Store at -20°C / collagenase (I and II) mixture
DNAse I Amresco (VWR) 0649-50KU Store at -20°C
CellTrace Violet stain ThermoFisher Scientific C34557 Store at -20°C
EDTA Sigma EDS-500G
Fetal Bovine Serum Gibco 10270-106 Store at -20°C
PE-10 Micro Medical Tubing 2Biological Instruments SNC #BB31695-PE/1
Surgical Plastic Tape M Plast
Viscotears Bausch & Lomb Store at RT
Plasticine Ohropax
High Tolerance Glass Coverslip 15mm Round Warner Instruments 64-0733
SomnoSuite Portable Animal Anesthesia System Kent Scientific SS-01
Nuvo Lite mark 5 GCE medline 14111211
MiniTag (gaseous anesthesia and heating bench) Tem Sega
SURGICAL BOARD University of Bern
TrimScope II Two-photon microscope LaVision Biotec
Chameleon Vision Ti:Sa lasers Coherent Inc.
25X NA 1.05 water immersion objective Olympus XLPLN25XWMP2
The Cube&The Box incubation chamber and temperature controller Life imaging Services
Imaris 9.1.0 Bitplane Imaging software
GraphPad Prism 7 GraphPad Statistical software

Referências

  1. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  2. Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: multiphoton microscopy in the biosciences. Nature biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
  3. Fein, M. R., Egeblad, M. Caught in the act: revealing the metastatic process by live imaging. Disease Models & Mechanisms. 6 (3), 580-593 (2013).
  4. Dombeck, D. A., Harvey, C. D., Tian, L., Looger, L. L., Tank, D. W. Functional imaging of hippocampal place cells at cellular resolution during virtual navigation. Nature Neuroscience. 13 (11), 1433-1440 (2010).
  5. Cahalan, M. D., Parker, I. Choreography of cell motility and interaction dynamics imaged by two-photon microscopy in lymphoid organs. Annual review of immunology. 26, 585-626 (2008).
  6. Germain, R. N., Robey, E. A., Cahalan, M. D. A Decade of Imaging Cellular Motility and Interaction Dynamics in the Immune System. Science. 336 (6089), 1676-1681 (2012).
  7. Coombes, J. L., Robey, E. A. Dynamic imaging of host-pathogen interactions in vivo. Nature Reviews Immunology. 10 (5), 353-364 (2010).
  8. Pulendran, B., Maddur, M. S. Innate Immune Sensing and Response to Influenza. Life Science Journal. 6 (4), 23-71 (2014).
  9. Lim, K., et al. Neutrophil trails guide influenza- specific CD8 + T cells in the airways. Science. 349 (6252), (2015).
  10. Kim, J. K., et al. In vivo imaging of tracheal epithelial cells in mice during airway regeneration. American journal of respiratory cell and molecular biology. 47 (6), 864-868 (2012).
  11. Kretschmer, S., et al. Autofluorescence multiphoton microscopy for visualization of tissue morphology and cellular dynamics in murine and human airways. Laboratory investigation; a journal of technical methods and pathology. 96 (8), 918-931 (2016).
  12. Veres, T. Z., et al. Intubation-free in vivo imaging of the tracheal mucosa using two-photon microscopy. Scientific Reports. 7 (1), 694 (2017).
  13. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature. 8 (1), 91-96 (2011).
  14. Thornton, E. E., Krummel, M. F., Looney, M. R. Live Imaging of the Lung. Current Protocols in Cytometry. 60 (1), (2012).
  15. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  16. Fiole, D., et al. Two-photon intravital imaging of lungs during anthrax infection reveals long-lasting macrophage-dendritic cell contacts. Infection and immunity. 82 (2), 864-872 (2014).
  17. Secklehner, J., Lo Celso, C., Carlin, L. M. Intravital microscopy in historic and contemporary immunology. Immunology and Cell Biology. 95 (6), 506-513 (2017).
  18. Lambrecht, B. N., Hammad, H. Lung Dendritic Cells in Respiratory Viral Infection and Asthma: From Protection to Immunopathology. Annual Review of Immunology. 30 (1), 243-270 (2012).
  19. Camp, J. V., Jonsson, C. B. A role for neutrophils in viral respiratory disease. Frontiers in Immunology. 8, (2017).
  20. van Gisbergen, K. P. J. M., Sanchez-Hernandez, M., Geijtenbeek, T. B. H., van Kooyk, Y. Neutrophils mediate immune modulation of dendritic cells through glycosylation-dependent interactions between Mac-1 and DC-SIGN. The Journal of experimental medicine. 201 (8), 1281-1292 (2005).
  21. Gonzalez, S. F., et al. Capture of influenza by medullary dendritic cells via SIGN-R1 is essential for humoral immunity in draining lymph nodes. Nature Immunology. 11 (5), 427-434 (2010).
  22. Lindquist, R. L., et al. Visualizing dendritic cell networks in vivo. Nature immunology. 5 (12), 1243-1250 (2004).
  23. Li, H., et al. Human Vγ9Vδ2-T cells efficiently kill influenza virus-infected lung alveolar epithelial cells. Cellular and Molecular Immunology. 10 (2), 159-164 (2013).
  24. Tran Cao, H. S., et al. Development of the transgenic cyan fluorescent protein (CFP)-expressing nude mouse for "technicolor" cancer imaging. Journal of Cellular Biochemistry. 107 (2), 328-334 (2009).
  25. Jaber, S. M., et al. Dose regimens, variability, and complications associated with using repeat-bolus dosing to extend a surgical plane of anesthesia in laboratory mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science JAALAS. 53 (6), 684-691 (2014).
  26. Pizzagalli, D. U., et al. Leukocyte Tracking Database, a collection of immune cell tracks from intravital 2-photon microscopy videos. Scientific Data. , (2018).
  27. Sommer, C., Straehle, C., Kothe, U., Hamprecht, F. A. Ilastik: Interactive learning and segmentation toolkit. 2011 IEEE International Symposium on Biomedical Imaging: From Nano to Macro. , 230-233 (2011).
  28. Beltman, J. B., Marée, A. F. M., De Boer, R. J. Analysing immune cell migration. Nature Reviews Immunology. 9 (11), 789-798 (2009).
  29. Keller, H. U. Motility, cell shape, and locomotion of neutrophil granulocytes. Cell motility. 3 (1), 47-60 (1983).
  30. Sumen, C., Mempel, T. R., Mazo, I. B., von Andrian, U. H. Intravital Microscopy. Immunity. 21 (3), 315-329 (2004).
  31. Lambert Emo, K., et al. Live Imaging of Influenza Infection of the Trachea Reveals Dynamic Regulation of CD8+ T Cell Motility by Antigen. PLOS Pathogens. 12 (9), e1005881 (2016).
  32. Kjos, M., et al. Bright fluorescent Streptococcus pneumoniae for live-cell imaging of host-pathogen interactions. Journal of bacteriology. 197 (5), 807-818 (2015).
check_url/pt/58355?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Palomino-Segura, M., Virgilio, T., Morone, D., Pizzagalli, D. U., Gonzalez, S. F. Imaging Cell Interaction in Tracheal Mucosa During Influenza Virus Infection Using Two-photon Intravital Microscopy. J. Vis. Exp. (138), e58355, doi:10.3791/58355 (2018).

View Video