Metodi innovativi per la somministrazione intranasale in anestesia per inalazione per valutare il naso--cervello Drug Delivery
Summary
Qui, descriviamo due nuovi metodi di somministrazione intranasale stabile sotto anestesia inalazione con minimo sforzo fisico per gli animali da esperimento. Inoltre descriviamo un metodo per la valutazione quantitativa dei livelli di distribuzione di droga nel cervello attraverso la via naso–cervello utilizzando radiomarcato [14C]-inulina come substrato modello di macromolecole solubile in acqua.
Abstract
La somministrazione intranasale è stata segnalata per essere una potenziale via per la consegna di naso–cervello di agenti terapeutici che aggira la barriera emato – encefalica. Tuttavia, ci sono stati alcuni rapporti riguardanti non solo l’analisi quantitativa, ma anche di somministrazione ottimale e regimi per le indagini del naso–cervello consegna di dosaggio. I limitati progressi nella ricerca sui meccanismi di naso–cervello via utilizzando roditori rappresenta un ostacolo significativo in termini di progettazione di sistemi di consegna di naso–cervello per candidati farmaci.
Per guadagnare qualche progresso in questo senso, abbiamo sviluppato e valutato due nuovi metodi di somministrazione intranasale stabile sotto anestesia inalazione per animali da esperimento. Inoltre descriviamo un metodo per la valutazione dei livelli di distribuzione di droga nel cervello attraverso la via naso–cervello mediante radio-marcato [14C]-inulina (peso molecolare: 5.000) come substrato modello di macromolecole solubile in acqua.
Inizialmente, abbiamo sviluppato un protocollo di somministrazione intranasale basati su pipetta utilizzando maschere temporaneamente apribile, che ci ha permesso di eseguire l’amministrazione affidabile agli animali sotto anestesia stabile. Usando questo sistema, [14C]-inulina potrebbe essere consegnata al cervello con piccolo errore sperimentale.
Successivamente abbiamo sviluppato un protocollo di somministrazione intranasale che comportano l’incannulamento inversa dal lato della via aerea attraverso l’esofago, che è stato sviluppato per ridurre al minimo gli effetti della clearance mucociliare (MC). Questa tecnica ha portato a livelli elevati significativamente di [14C]-inulina, che è stato rilevato quantitativamente nel bulbo olfattivo, del cervello e del midollo allungato, rispetto al metodo della pipetta. Questo sembra essere perché la ritenzione della soluzione farmaco nella cavità nasale è stato sostanzialmente aumentato dalla somministrazione attivo utilizzando una pompa a siringa in direzione opposta la MC nella cavità nasale.
In conclusione, i due metodi di somministrazione intranasale sviluppato in questo studio possono essere dovrebbe essere tecniche estremamente utili per la valutazione farmacocinetica nei roditori. Il metodo di inserimento di una canula inversa, in particolare, potrebbe essere utile per valutare le potenzialità del naso–cervello consegna di candidati farmaci.
Introduction
Biomedicinali come peptidi, oligonucleotidi e anticorpi sono considerati di avere potenziale applicazione come nuovi agenti terapeutici per i disordini refrattari del sistema nervoso centrale che non hanno attualmente nessuna terapia curativa. Tuttavia, poiché la maggior parte biomedicinali sono macromolecole solubile in acqua, consegna dal sangue al cervello tramite la somministrazione endovenosa o orale è estremamente difficile a causa di impedenza della barriera sangue – cervello (BBB).
Negli ultimi anni, la somministrazione intranasale è stata segnalata per essere una potenziale via per la consegna di naso–cervello di agenti terapeutici che evita il BBB1,2,3,4,5. Tuttavia, ci sono stati relativamente pochi rapporti per quanto riguarda l’analisi quantitativa del naso–cervello via consegna6. Inoltre, non ci sono stati praticamente nessun rapporti sulle condizioni di amministrazione ottimale accertato e regimi di dosaggio, come il volume, volte, periodi di tempo e velocità, per le indagini del naso–cervello consegna. Le carenze di cui sopra sono riconducibili ai seguenti motivi: (i) un metodo ottimale di somministrazione intranasale per topi deve ancora essere stabilito, e (ii) intranasale amministrazione pipettando, che viene generalmente utilizzato, in genere è caratterizzata di variazione interindividuale tra animali a causa della clearance mucociliare (MC), causando quindi spesso sottovalutate le potenzialità di consegna effettiva del naso–cervello di un particolare farmaco.
Anestesia per inalazione utilizzando isoflurano (iniziazione: 4%, manutenzione: 2%) con un’inalazione maschera per roditori ha guadagnato uso molto diffuso, con lo scopo di ridurre o eliminare il dolore associato con la chirurgia eseguiti su animali da esperimento. L’uso di maschere rende relativamente semplice eseguire l’amministrazione tipica droga in animali da esperimento sotto anestesia inalazione attraverso le vie sottocutanee, intraperitoneale ed endovenose. Tuttavia, nel caso di somministrazione intranasale, la maschera deve essere temporaneamente rimossi dagli animali per la somministrazione del farmaco. Con manutenzione inferiore al 2% isoflurane, animali in genere risvegliano rapidamente dall’anestesia per inalazione. Quando il volume di amministrazione per ogni dose è grande, questo potrebbe causare la soluzione della droga a fluire dalla cavità nasale nell’esofago, e pertanto una singola grande dose potrebbe essere necessario essere suddiviso in più piccole dosi per la somministrazione intranasale di piccole animali. Come somministrazione intranasale rende necessaria la rimozione della maschera per somministrazione ripetuta e tempo sufficiente per la cavità nasale sostenuta consegna, c’è un’alta probabilità che topi sarebbero risvegliarsi dall’anestesia durante la procedura di somministrazione. Questo rende molto difficile effettuare la somministrazione intranasale sotto uno stabile stato anestetico e probabilmente contribuisce alla variazione interindividuale osservata del naso–cervello consegna fra i roditori.
In questo studio, abbiamo pertanto sviluppato due nuovi metodi di somministrazione intranasale stabile nell’ambito dell’anestesia per inalazione, che impongono il minimo sforzo fisico su animali da esperimento. Per il primo metodo, abbiamo usato una maschera temporaneamente apribile che consente la somministrazione intranasale durante l’anestesia per inalazione. La parte apribile della maschera incorpora un tappo di silicone che può essere utilizzato in conformità con la tempistica di somministrazione per facilitare la somministrazione intranasale stabile utilizzando una pipetta. Per il secondo metodo, una cannula è stata inserita chirurgicamente per passare dall’esofago nella cavità nasale, e una pompa a siringa quindi è stata fissata a questo modo che la soluzione della droga potrebbe essere consegnata direttamente e in modo affidabile nella cavità nasale sotto stabile inalazione anestesia. Questo metodo può migliorare la consegna di farmaci nel cervello per via naso–cervello, perché riducendo sostanzialmente gli effetti della MC, sarebbe migliorato droga rimanenza nella cavità nasale. In più, descriviamo un metodo per valutare quantitativamente i livelli di distribuzione di droga (% per il cervello di dose iniettata/g) nel cervello mediante radio-marcato [14C]-inulina [peso molecolare (MW): 5.000] come substrato modello di solubile in acqua macromolecole.
Protocol
Representative Results
Discussion
La consegna del naso–cervello di farmaci è prevista per avere un effetto pronunciato su disturbi del sistema nervoso centrale perché questa via rappresenta un percorso di trasporto diretto che bypassa la BBB. Tre differenti vie di naso–cervello sono state segnalate a data8. Il primo è la via del nervo olfattivo, che passa dal mucosa olfattivo nella mucosa nasale al proencefalo tramite il nervo olfattivo. La seconda è la via del nervo trigemino, che passa dalla mucosa respiratoria nella mucos…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo studio è stato finanziato in parte dal privato University Research Branding Project dal MEXT; una sovvenzione per scientifico Research (C) (17 K 08249 [di TK e T.S.]) della Japan Society per la promozione della scienza (JSPS); una sovvenzione per la ricerca cooperativa dalla Fondazione per l’avanzamento di biochimica [a T.S.] e la Fondazione di scienza di Takeda Hamaguchi [a T.K.]. Ringraziamo il signor Yuya Nito e MS. Akiko Asami per loro assistenza tecnica preziosa nel condurre gli esperimenti.
Materials
| ddY mouse | Japan SLC, Inc. | Male, 4-6 weeks, 20-30 g | |
| Isoflurane | Pfizer | v002139 | |
| Isoflurane setup | SHINANO manufacturing CO. LTD. | SN-487-OTAir, SN-489-4 | |
| Isoflurane mask | SHINANO manufacturing CO. LTD. | For small rodents | |
| Isoflurane mask (Opneable type) | SHINANO manufacturing CO. LTD. | Special orders | |
| Anesthesia Box | SHINANO manufacturing CO. LTD. | SN-487-85-02 | |
| Animal experiments scissors-1 | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | B-27H | |
| Animal experiments scissors-2 | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | B-13H | |
| Tweezers-1 | FINE SCIENCE TOOLS Inc. | 11272-30 | Dumont #7 Dumoxel |
| Tweezers-2 | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | A-12-1 | |
| Cannula tube (PE-50) | Becton, Dickinson and Company. | 5069773 | I.D.: 0.58 mm, O.D.: 0.965 mm |
| Cannula tube (SP-10) | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | KN-392 | I.D.: 0.28 mm, O.D.: 0.61 mm |
| Shaver | MARUKAN, LTD. | DC-381 | |
| Stereoscopic microscope | Olympus Corporation | SZ61 | |
| Needle 27G 1/2 in 13 mm | TERUMO CORPORATION | NN-2738R | |
| 1 mL syringe | TERUMO CORPORATION | SS-01T | |
| Syringe pump | Neuro science | NE-1000 | |
| Cellulose membrane | Toyo Roshi Kaisya, Ltd. | 00011090 | |
| Micro spatula | Shimizu Akira Inc. | 91-0088 | |
| Micropipette (0.5-10 uL) | Eppendorf AG | Z368083 | |
| Pipette chip | Eppendorf AG | 0030 000.811 | |
| Tape | TimeMed Labeling System, Inc. | T-534-R | For fixing mouse |
| [14C]-Inulin | American Radiolabeled Chemicals Inc. | ARC0124A | 0.1 mCi/mL |
| EtOH | Wako Pure Chemical Industries, Ltd. | 054-00461 | |
| Liquid scintillation counter | Perkin Elmer Life and Analytical Sciences, Inc | Tri-Carb 4810TR |
Referências
- Sakane, T., Yamashita, S., Yata, N., Sezaki, H. Transnasal delivery of 5-fluorouracil to the brain in the rat. Journal of Drug Targeting. 7 (3), 233-240 (1999).
- Illum, L. Transport of drugs from the nasal cavity to the central nervous system. European Journal of Pharmaceutical Science. 11 (1), 1-18 (2000).
- Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery bypasses the blood-brain barrier to target therapeutic agents to the central nervous system and treat neurodegenerative disease. BMC Neuroscience. 9 (Suppl 3), S5 (2008).
- Chapman, C. D., et al. Intranasal treatment of central nervous system dysfunction in humans. Pharmaceutical Research. 30 (10), 2475-2484 (2012).
- Kanazawa, T. Development of non-invasive drug delivery system to the brain for brain diseases therapy. Yakugaku-Zasshi. 138 (4), 443-450 (2018).
- Kozlovskaya, L., Abou-Kaoud, M., Stepensky, D. Quantitative analysis of drug delivery to the brain via nasal route. Journal of Controlled Release. 189, 133-140 (2014).
- Hirai, S., Yashiki, T., Matsuzawa, T., Mima, H. Absorption of drugs from the nasal mucosa of rat. International Journal of Pharmaceutics. 7 (4), 317-325 (1981).
- Lochhead, J. J., Thorne, R. G. Intranasal delivery of biologics to the central nervous system. Advances in Drug Delivery Reviews. 64 (7), 614-628 (2011).
- Lalatsa, A., Schatzlein, A. G., Stepensky, D. Strategies to deliver peptide drugs to the brain. Molecular Pharmaceutics. 11 (4), 1081-1093 (2014).
- Kanazawa, T. Brain delivery of small interfering ribonucleic acid and drugs through intranasal administration with nano-sized polymer micelles. Medical Devices. 8, 57-64 (2015).
- Kanazawa, T., et al. Enhancement of nose-to-brain delivery of hydrophilic macromolecules with stearate- or polyethylene glycol-modified arginine-rich peptide. International Journal of Pharmacology. 530 (1-2), 195-200 (2017).
- Kamei, N., et al. Effect of an enhanced nose-to-brain delivery of insulin on mild and progressive memory loss in the senescence-accelerated mouse. Molecular Pharmaceutics. 14 (3), 916-927 (2017).
- Suzuki, T., Oshimi, M., Tomono, K., Hanano, M., Watanabe, J. Investigation of transport mechanism of pentazocine across the blood-brain barrier using the in situ rat brain perfusion technique. Journal of Pharmaceutical Science. 91 (11), 2346-2353 (2002).
