فحص الأنماط الجينية القطنية لمقاومة النيماتود الرينيفورم
Summary
هنا، يتم تقديم بروتوكول للفحص السريع غير المدمر للأنماط الجينية القطنية لمقاومة الديدان الخيطية الرنيومفورمية. ويشمل البروتوكول الفحص البصري لجذور شتلات القطن المصابة بالديدان الخيطية لتحديد استجابة العدوى. ثم يتم نشر تبادل لاطلاق النار النباتية من كل مصنع لاسترداد النباتات لإنتاج البذور.
Abstract
وهناك حاجة إلى النيماتود reniform سريعة(Rotylenchulus reniformis)بروتوكول الفرز لتطوير القطن المقاوم(Gossypium hirsutum)أصناف لتحسين إدارة الديدان الخيطية. وتشمل معظم البروتوكولات استخراج الديدان الخيطية أو البيض من نظام جذر القطن أو التربة القدور لتحديد الكثافة السكانية أو معدل التكاثر. وتستغرق هذه النهج عموما ً وقتاً طويلاً مع تقييم عدد صغير من الأنماط الجينية. ويرد هنا وصف لنهج بديل يتم فيه فحص نظام الجذر بصريا ً للكشف عن عدوى الديدان الخيطية. ويشمل البروتوكول تلقيح شتلات القطن بعد 7 أيام من الزراعة مع الديدان الخيطية فيرميفورم وتحديد عدد الإناث المرتبطة بنظام الجذر بعد 28 يوما من التلقيح. يتم التعبير عن البيانات كعدد الإناث لكل غرام من الوزن الجذر الطازج لضبط للتغير في نمو الجذر. ويوفر البروتوكول طريقة ممتازة لتقييم مقاومة النبات المضيف المرتبطة بقدرة الديدان الخيطية على إنشاء موقع للعدوى؛ ومع ذلك، لا يتم تقييم المقاومة التي تعوق استنساخ الديدان الخيطية. وكما هو الحال مع بروتوكولات الفحص الأخرى، يلاحظ الاختلاف عادة في عدوى الديدان الخيطية بين الأنماط الجينية الفردية داخل التجارب وفيما بينها. وتُعرض البيانات لتوضيح نطاق التباين اتُهم باستخدام البروتوكول. لضبط هذا الاختلاف، يتم تضمين الأنماط الجينية للتحكم في التجارب. ومع ذلك، يوفر البروتوكول طريقة بسيطة وسريعة لتقييم مقاومة النبات المضيف. وقد استخدم البروتوكول بنجاح لتحديد حالات الانضمام المقاومة من G. جمع الجراثيم مشتل وتقييم فصل السكان من أكثر من 300 فرد لتحديد علم الوراثة من المقاومة. كما تم تطوير طريقة انتشار نباتية لاستعادة النباتات من أجل التكاثر المقاوم. بعد إزالة نظام الجذر لتقييم الديدان الخيطية، يتم إعادة زرع تبادل لاطلاق النار الخضري للسماح بتطوير نظام جذر جديد. أكثر من 95٪ من يطلق النار عادة تطوير نظام جذر جديد مع النباتات تصل إلى مرحلة النضج.
Introduction
روتيلنشولوس رينيفورميس (لينفورد وأوليفيرا)، ويشار إليها عادة باسم الديدان الخيطية reniform، هي واحدة من الأنواع الرئيسية الديدان الخيطية الطفيلية الموجودة في التربة في جنوب شرق الولايات المتحدة1،2،3. وnematode هو ملزمة، المستقرة شبه endoparasite تتطلب النبات المضيف لإكمال دورة حياتها2،4. فيرميفورم الديدان الخيطية الإناث قبل البالغين تخترق نظام الجذر المضيف لإنشاء موقع تغذية في stele2,3. كما يغذي الديدان الخيطية وينضج، فإن الجزء الخلفي المتبقية خارج الجذر المضيف تنتفخ عندإنتاج البيض، وتشكيل شكل الكلى مميزة (الشكل 1). Rotylenchulus reniformis قادر ة على التغذية على نظام الجذر لأكثر من300 نوع من النباتات، بما في ذلك القطن 4. ويزرع القطن في المرتفعات(Gossypium hirsutum L.) على نطاق واسع في جنوب شرق الولايات المتحدة، ولكن عدم وجود R. أصناف مقاومة النيوروميس تعيق إدارةالديدان الخيطية 2،3. وقد استخدمت استراتيجيات الإدارة مثل معالجة النيماتيكيد والتناوب مع أنواع المحاصيل غير المضيفة للحد من التربة R. الكثافات السكانية reniformis 5،6، ولكن البذور خسائر غلة القطن يمكن أن تتراوح عادة من 1 إلى 5 ٪2. أعراض R. يمكن أن تشمل عدوى النيورومبيس التقزم النباتي، ونمو الجذور المكبوتة، ونقص التغذية، وإجهاض الفاكهة، وتأخر النضج2. ومع ذلك، قد لا تكون الأعراض واضحة بسبب توحيد الأعراض في جميع أنحاء الميدان; لذلك، نُهج تقييم R. هناك حاجة إلى عدوى الرينيفورميس لتحديد وتطوير أصناف القطن المرتفعات المقاومة. تقييم R. ويعتبر مقاومة النيوروميس في القطن صعبة7، لأن نظام الجذر المصاب قد يبدو طبيعيا على الرغم من أن النبات قد تظهر أعراض العدوى8.
يلزم وضع بروتوكول فعال لفحص الديدان الخيطية لتحديد R. [رنفورمس] انضمامات مقاومة من القطن [جرمبلازم] تجميع, وللتعيين من المقاومة علم وراثة ل هذا انضمامات. ومن شأن هذا البروتوكول أن يساعد في نقل جينات المقاومة إلى القطن في المرتفعات. وقد استخدمت أساليب مختلفة للاختبار البيولوجي لتقييم R. reniformis العدوى في القطن8،9،10،11،12،13،14،15. وبوجه عام، استخدم نهجان رئيسيان لتحديد R. الرنيوموجينية القطنية المقاومة. النهج الأكثر استخداما ينطوي على استخراج البيض و / أو الديدان الخيطية من النباتات المصابة أو التربة8،11،12،14،15. وتشمل المنهجية العامة لهذا النهج زراعة البذور للأنماط الجينية القطنية الفردية في الأواني المنفصلة، مما يسمح للشتلات بالتطور لمدة 7 إلى 14 يوماً، وتلقيح الشتلات عن طريق إضافة خليط من المراحل الفيرميفورمية من R. الرنبيفورمإلى التربة، والسماح للنيماتودس لتصيب نظام الجذر لمدة 30 إلى 60 يوما. بعد ذلك، يتم استخراج الديدان الخيطية و/أو البيض من نظام الجذر المصاب لكل نبات أو من التربة القدور. ثم يتم تحديد عدد الديدان الخيطية المستخرجة أو البيض لتقدير الكثافة السكانية ومعدل التكاثر، والتي تتم مقارنتها بالتحكم في الأنماط الجينية من أجل تحديد الأنماط الجينية المقاومة.
وهناك نهج بديل، كما هو موضح هنا، ينطوي على فحص مجهري لنظام جذر القطن الذي أصيب بالديدان الخيطية لتحديد عدد الديدان الخيطية الأنثوية الطفيلية الجذور10،16. وعلى غرار النهج الأخرى، تزرع الأنماط الجينية القطنية في أواني منفصلة وتطعيمها بالديدان الخيطية الفيرميفورمية بعد حوالي 7 أيام من الزراعة. في غضون 30 يوما بعد التلقيح ، تتم إزالة نظام الجذر من النباتات الفردية ويتم شطف التربة من الجذور. بعد ذلك، يتم تلوين الديدان الخيطية المرتبطة بنظام الجذر مع تلوين الطعام الأحمر17،ويتم فحص الجذور مجهريًا لتحديد عدد مواقع العدوى مع الأنماط الجينية القطنية المقاومة (التي تم تحديدها على أساس عدد الديدان الخيطية لكل غرام من الجذر) مقارنة مع السيطرة عرضة16. وينطوي هذا النهج الثاني على ميزة زيادة الإنتاجية عن طريق تقليل عدد الأيام اللازمة للتقييم وزيادة عدد الأنماط الجينية الفردية التي تم تقييمها في تجربة واحدة. وغالبا ما تستغرق منهجيات الفرز التي تقيّم الكثافة السكانية أو معدل الإنجاب وقتا أطول من تلك التي تستند إلى الملاحظات البصرية لعلامات العدوى7. ومع ذلك، فإن أحد القيود على هذا النهج هو أن مقاومة النبات المضيف الذي يعوق استنساخ الديدان الخيطية كما يحددها إنتاج البيض لا يتم تقييم13.
بروتوكولات الفرز لR. مقاومة reniformis غالبا ما تدمر نظام الجذر أثناء التقييم7 وتنطوي على تبادل لاطلاق النار الخضري يجري التخلص منها. وللتغلب على هذا القيد، تم تطوير طريقة للانتشار الخضري للسماح باستعادة النباتات لإنتاج البذور18. بعد إزالة نظام الجذر لتقييم الديدان الخيطية ، يتم زرع تبادل لاطلاق النار الخضري في التربة potting للسماح للنظام الجذر لإعادة النمو. يحتوي هذا الأسلوب على تطبيقات واسعة لمعظم R. بروتوكولات فحص النىفورميس. طريقة بسيطة وسريعة للانتشار الخضري ذات أهمية حاسمة لتربية R. أصناف القطن المرتفعات المقاومة للرينيفورميس، حيث يلزم استعادة الذرية للتقدم بالأنماط الجينية المقاومة للجيل القادم.
يتم تقديم بروتوكول للفحص على نطاق واسع من الأنماط الجينية القطنية لمقاومة الديدان الخيطية الرنبيفورم. والهدف من ذلك هو تطوير طريقة فحص بسيطة وسريعة غير مدمرة لتقييم تجمعات تربية القطن لمقاومة الديدان الخيطية من أجل المساعدة في تربية أصناف القطن المرتفعات المقاومة. باستخدام هذا البروتوكول، يتم عادة الحصول على البيانات في غضون 35 يوما، مع تقييم أكثر من 300 الأنماط الجينية في تجربة واحدة. وتُعرض البيانات للأنماط الجينية المقاومة والقابلة للتأثر لتوضيح التباين الذي يُلاحظ عادة باستخدام هذه الأساليب.
Protocol
Representative Results
Discussion
يلزم وضع بروتوكول فحص فعال من أجل 1) تحديد R. الرنيوموجينية القطنية المقاومة من أجل تقييم علم الوراثة من المقاومة و 2) تربية أصناف مقاومة. معظم البروتوكولات تقييم R. الكثافات السكانية الرنيوموميس أو معدلات التكاثر عن طريق استخراج الديدان الخيطية vermiformأو البي?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وقد مولت هذا البحث وزارة الزراعة في الولايات المتحدة، دائرة البحوث الزراعية. ذكر الأسماء التجارية والمنتجات التجارية في هذه المقالة هي فقط لغرض تقديم معلومات محددة ولا تنطوي على توصيات أو تأييد من قبل وزارة الزراعة الأمريكية. وزارة الزراعة الأمريكية هي مزود تكافؤ الفرص وصاحب العمل. وليس لدى أصحاب البلاغ أي تضارب في المصالح ليعلنوا عنها. وقدمت كريستي جوردان المساعدة التقنية.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
Referências
- Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
- Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
- Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
- Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
- Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
- Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
- Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
- Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
- Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
- Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
- Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
- Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
- Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
- Yik, C. -. P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
- Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
- Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
- Byrd, D. W., et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
- Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).
- Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
- Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
- Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).
