Screening van katoen genotypes voor Reniform nematode resistentie
Summary
Hier wordt een protocol gepresenteerd voor de snelle niet-destructieve screening van katoen genotypen voor reniform nematode resistentie. Het protocol omvat het visueel onderzoeken van de wortels van met nematode besmette katoen zaailingen om de infectie respons te bepalen. De vegetatieve shoot van elke plant wordt vervolgens gekweekt om planten voor zaadproductie te herstellen.
Abstract
Een snelle niet-destructieve reniform nematode (Rotylenchulus reniformis) screening protocol is nodig voor de ontwikkeling van resistente katoen (Gossypium hirsutum) variëteiten om nematode management te verbeteren. De meeste protocollen omvatten het uitpakken van wormvormig nematoden of eieren uit het katoen wortelsysteem of potgrond om de bevolkingsdichtheid of het voortplantings percentage te bepalen. Deze benaderingen zijn over het algemeen tijdrovend met een klein aantal genotypen geëvalueerd. Een alternatieve aanpak wordt hier beschreven waarin het wortelsysteem visueel wordt onderzocht op nematode infectie. Het protocol omvat het inoculeren van katoen zaailing 7 dagen na het planten met wormvormig nematoden en het bepalen van het aantal vrouwtjes dat aan het wortelsysteem is bevestigd 28 dagen na de inoculatie. Gegevens worden uitgedrukt als het aantal vrouwtjes per gram verse wortel gewicht aan te passen voor variatie in de wortelgroei. Het protocol biedt een uitstekende methode voor het evalueren van de weerstand van gastheerplanten in verband met het vermogen van de nematode om een infectie plaats op te zetten; resistentie die de reproductie van nematode belemmert, wordt echter niet beoordeeld. Net als bij andere screening protocollen wordt variatie vaak waargenomen bij nematode infectie tussen individuele genotypen binnen en tussen experimenten. Gegevens worden gepresenteerd ter illustratie van het bereik van de variatie die is waargenomen met behulp van het protocol. Om aan te passen voor deze variatie, controle genotypen zijn opgenomen in experimenten. Niettemin, het protocol biedt een eenvoudige en snelle methode om gastheer-plant resistentie te evalueren. Het protocol is met succes gebruikt om resistente toetredingen van de Gte identificeren. arboreum plasma Collection en evalueer de segregerende populaties van meer dan 300 individuen om de genetica van resistentie te bepalen. Ook werd een vegetatieve propagatie methode voor het terugwinnen van planten voor de resistentie fokkerij ontwikkeld. Na verwijdering van het wortelsysteem voor nematode-evaluatie, wordt de vegetatieve shoot opnieuw geplant om de ontwikkeling van een nieuw wortelsysteem mogelijk te maken. Meer dan 95% van de scheuten ontwikkelt meestal een nieuw wortelsysteem met planten die volwassenheid bereiken.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford en Oliveira), gewoonlijk aangeduid als reniform nematode, is een van de belangrijkste parasitaire soorten die aanwezig zijn in de bodems van het zuidoosten van de Verenigde Staten1,2,3. De nematode is een obligate, sedentaire semi-endoparasiet die een gastheerplant nodig heeft om zijn levenscyclus2,4te voltooien. Vermiform preadult vrouwelijke nematoden penetreren het hostwortel systeem om een voerplaats te creëren in de stele2,3. Naarmate de nematode voedt en rijpt, zal het achterste gedeelte dat buiten de gastheer wortel blijft opzwellen bij de eierproductie, een karakteristieke niervorm vormen (Figuur 1). Rotylenchulus reniformis is in staat om te voeden op het wortelsysteem van meer dan 300 plantensoorten, met inbegrip van katoen4. Upland Cotton (Gossypium hirsutum L.) wordt op grote schaal geteeld in het zuidoosten van de Verenigde Staten, maar het ontbreken van R. reniformis resistente rassen belemmert nematode Management2,3. Beheer strategieën zoals nematicide behandeling en rotatie met niet-gastheer gewassoorten zijn gebruikt om bodem Rte verminderen. reniformis bevolkingsdichtheid5,6, maar de opbrengst van zaad katoen kan vaak variëren van 1 tot 5%2. Symptomen van R. reniformis infectie kan omvatten plant stunting, onderdrukt wortelgroei, Voedingstekorten, fruit abortus, en vertraagde volwassenheid2. Symptomen kunnen echter niet duidelijk zijn als gevolg van de uniformiteit van de symptomen in het veld; Daarom zijn benaderingen voor de beoordeling van R. reniformis -infectie is nodig om resistente Upland katoen rassen te identificeren en te ontwikkelen. Evaluatie van R. reniformis resistentie in katoen wordt beschouwd als moeilijk7, omdat het geïnfecteerde wortelsysteem normaal kan lijken, hoewel de plant symptomen van infectie kan vertonen8.
Voor de identificatie van Ris een effectief nematode-screening protocol vereist. reniformis resistente toetredingen uit de katoen plasma collectie, en voor de bepaling van de resistentie genetica voor deze toetredingen. Een dergelijk protocol zal helpen bij de overdracht van resistentiegenen naar Upland Cotton. Er zijn verschillende bioassay methoden gebruikt om Rte beoordelen. reniformis -infectie in katoen8,9,10,11,12,13,14,15. In het algemeen zijn er twee belangrijke benaderingen gebruikt voor de identificatie van R. reniformis resistente katoen genotypes. De meest gebruikte aanpak bestaat uit het extraheren van eieren en/of vermiforme nematoden uit besmette planten of bodems8,11,12,14,15. De algemene methodologie voor deze aanpak omvat het planten van zaden voor de individuele katoen genotypen in afzonderlijke potten, waardoor de zaailingen zich gedurende 7 tot 14 dagen kunnen ontwikkelen, waarbij de zaailingen worden inentend door een mengsel van vermiforme stadia van Rtoe te voegen. reniformis naar de bodem, en waardoor de nematoden om het wortelstelsel te infecteren voor 30 aan 60 dagen. Vervolgens worden vermiforme nematoden en/of eieren geëxtraheerd uit het geïnfecteerde wortelsysteem van elke plant of uit de potgrond. Het aantal geëxtraheerde nematoden of eieren wordt vervolgens bepaald om de bevolkingsdichtheid en het voortplantings percentage te schatten, die worden vergeleken met de controle-genotypen om resistente genotypen te identificeren.
Een alternatieve aanpak, zoals hier beschreven, omvat microscopisch onderzoek van het katoen wortelsysteem dat is geïnfecteerd met nematoden om het aantal vrouwelijke nematoden dat de wortels parastiseert, te bepalen10,16. Net als bij andere benaderingen, worden katoen genotypen geplant in afzonderlijke potten en geënt met vermiforme nematoden ongeveer 7 dagen na het planten. Binnen 30 dagen na de inoculatie wordt het wortelsysteem van de afzonderlijke planten verwijderd en wordt de grond van de wortels afgespoeld. Vervolgens worden de nematoden die aan het wortelsysteem zijn bevestigd gekleurd met rood voedsel kleur17, en wortels worden microscopisch onderzocht om het aantal infectie sites met resistente katoen genotypen te bepalen (geïdentificeerd op basis van het aantal nematoden per gram van de wortel) in vergelijking met een gevoelige controle16. Deze tweede benadering heeft als voordeel dat de doorvoer toeneemt door het aantal dagen dat nodig is voor evaluatie te verminderen en het aantal afzonderlijke genotypen dat in één experiment wordt geëvalueerd, te verhogen. Screeningsmethoden die de bevolkingsdichtheid of de reproductiesnelheid evalueren, zijn vaak meer tijdrovend dan die op basis van visuele waarnemingen van infectieverschijnselen7. Eén beperking van deze aanpak is echter dat de weerstand van gastheerplanten die de reproductie van nematode zoals bepaald door de eierproductie belemmert, niet13wordt beoordeeld.
Screening protocollen voor R. reniformis resistentie vernietigt vaak het wortelsysteem tijdens evaluatie7 en betrek de vegetatieve shoot die wordt weggegooid. Om deze beperking te overwinnen, is een methode van vegetatieve vermeerdering ontwikkeld om het herstel van planten voor zaadproductie18mogelijk te maken. Na verwijdering van het wortelsysteem voor nematode-evaluatie, wordt de vegetatieve shoot geplant in potgrond om het wortelsysteem opnieuw te laten groeien. Deze methode heeft brede toepassingen voor de meeste R. reniformis screening protocollen. Een eenvoudige en snelle methode van vegetatieve vermeerdering is van cruciaal belang voor de fokkerij R. reniformis resistente Upland katoen rassen, waarbij het herstel van de nakomelingen is vereist om te voor gaan resistente genotypen naar de volgende generatie.
Er wordt een protocol gepresenteerd voor de grootschalige screening van katoen genotypen voor reniform nematode resistentie. Het doel is om een eenvoudige en snelle niet-destructieve screeningsmethode te ontwikkelen om de katoen kweek populaties voor nematode resistentie te evalueren om te helpen bij het fokken van resistente Upland katoen variëteiten. Met behulp van dit protocol, gegevens worden meestal verkregen binnen 35 dagen, met meer dan 300 genotypen geëvalueerd in een enkel experiment. Gegevens worden gepresenteerd voor resistente en gevoelige genotypen ter illustratie van de variatie die vaak wordt waargenomen met behulp van deze methoden.
Protocol
Representative Results
Discussion
Een doeltreffend screening protocol is vereist voor 1) de identificatie van R. reniformis resistente katoen genotypen om de genetica van resistentie te evalueren en 2) het fokken van resistente rassen. De meeste protocollen beoordelen R. reniformis populatie dichtheden of reproductie percentages door vermiforme nematoden of eieren uit het katoen wortelsysteem te winnen of potgrond8,11,12,…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit onderzoek werd gefinancierd door het ministerie van landbouw van de Verenigde Staten, Agricultural Research Service. Vermelding van handelsnamen en commerciële producten in dit artikel zijn uitsluitend bedoeld om specifieke informatie te verstrekken en impliceren geen aanbevelingen of aantekeningen van het Amerikaanse ministerie van landbouw. USDA is een aanbieder van gelijke kansen en werkgever. De auteurs hebben geen belangenconflict te verklaren. De technische bijstand werd geleverd door Kristi Jordan.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
Referências
- Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
- Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
- Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
- Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
- Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
- Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
- Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
- Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
- Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
- Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
- Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
- Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
- Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
- Yik, C. -. P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
- Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
- Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
- Byrd, D. W., et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
- Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).
- Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
- Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
- Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).
