Triagem de genótipos de algodão para resistência ao nematódeo reniforme
Summary
Aqui, um protocolo é apresentado para a seleção não-destrutiva rápida de genótipos do algodão para a resistência do nematóide do reniformes. O protocolo envolve o exame visual das raízes de mudas de algodoeiro infectadas com nematoides para determinar a resposta da infecção. O disparo vegetativo de cada planta é então propagado para recuperar plantas para a produção de sementes.
Abstract
Um rápido não-destrutivo reniformes nematódeo (Rotylenchulus reniformis) triagem protocolo é necessário para o desenvolvimento de algodão resistente (Gossypium hirsutum) variedades para melhorar a gestão de nematódeos. A maioria dos protocolos envolve a extração de nematoides Vermiformes ou ovos do sistema radicular do algodão ou do solo de potting para determinar a densidade populacional ou a taxa de reprodução. Essas abordagens são geralmente demoradas com um pequeno número de genótipos avaliados. Uma aproximação alternativa é descrita aqui em que o sistema da raiz é examinado visualmente para a infecção do nematoide. O protocolo envolve a inoculação de plântulas de algodão 7 dias após o plantio com nematoides Vermiformes e a determinação do número de fêmeas presas ao sistema radicular 28 dias após a inoculação. Os dados são expressos como o número de fêmeas por grama de peso de raiz fresca para ajustar para a variação no crescimento radicular. O protocolo fornece um método excelente para avaliar a resistência do hospedeiro-planta associada com a habilidade do nematoide de estabelecer um local da infecção; Entretanto, a resistência que dificulta a reprodução do nematoide não é avaliada. Assim como outros protocolos de triagem, a variação é comumente observada na infecção por nematoides entre genótipos individuais dentro e entre experimentos. Os dados são apresentados para ilustrar o intervalo de variação observado com o protocolo. Para ajustar essa variação, os genótipos de controle são incluídos em experimentos. No entanto, o protocolo fornece um método simples e rápido para avaliar a resistência da planta hospedeira. O protocolo foi usado com sucesso para identificar acessos resistentes do G. coleta de germoplasma arboreum e avalia populações Segregantes de mais de 300 indivíduos para determinar a genética da resistência. Também foi desenvolvido um método de propagação vegetativa para recuperação de plantas para melhoramento de resistência. Após a remoção do sistema radicular para a avaliação do nematoide, o disparo vegetativo é replantado para permitir o desenvolvimento de um novo sistema radicular. Mais de 95% dos brotos tipicamente desenvolvem um novo sistema radicular com plantas atingindo maturidade.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford e Oliveira), comumente referida como o nematoide reniforme, é uma das principais espécies de nematódeos parasitárias presentes nos solos do sudeste dos Estados Unidos1,2,3. O nematoide é um semi-endoparasita obrigatório e sedentário, exigindo que uma planta hospedeira Complete seu ciclo de vida2,4. Os nematoides fêmeas pré-adultos Vermiformes penetram no sistema radicular do hospedeiro para estabelecer um local de alimentação no estele2,3. À medida que o nematódeo alimenta e amadurece, a porção posterior remanescente fora da raiz hospedeira irá inchar sobre a produção de ovos, formando uma forma característica do rim (Figura 1). Rotylenchulus reniformis é capaz de alimentar o sistema radicular de mais de 300 espécies de plantas, incluindo o algodão4. O algodão de Upland (Gossypium hirsutum L.) é amplamente cultivado no sudeste dos Estados Unidos, mas a falta de R. as variedades resistentes de reniformis impedem a gerência2,3do nematóide. Estratégias de manejo como o tratamento de nematicida e a rotação com espécies de culturas não hospedeiras têm sido utilizadas para reduzir o solo R. densidades populacionais de reniformis 5,6, mas as perdas de rendimento de algodão de semente podem geralmente variar de 1 a 5%2. Sintomas de R. a infecção por reniformis pode incluir atordoamento de plantas, crescimento de raízes suprimidos, deficiências nutricionais, aborto de frutos e maturidade tardia2. No entanto, os sintomas podem não ser evidentes devido à uniformidade dos sintomas em todo o campo; Portanto, abordagens para avaliar R. a infecção de reniformis é necessária para identificar e desenvolver variedades resistentes do algodão do Upland. Avaliação de R. a resistência de reniformis no algodão é considerada difícil7, porque o sistema de raiz contaminado pode parecer normal mesmo que a planta possa mostrar sintomas da infecção8.
Um protocolo eficaz da seleção do nematoide é exigido para a identificação de R. reniformis adesões resistentes da coleção do germoplasma do algodão, e para a determinação da genética da resistência para estes acessos. Tal protocolo auxiliará na transferência de genes de resistência para o algodão de terras altas. Vários métodos de bioensaio têm sido utilizados para avaliar R. infecção por reniformis em algodoeiro8,9,10,11,12,13,14,15. Em geral, duas abordagens principais têm sido utilizadas para a identificação de R. genótipos de algodão resistentes ao reniformis . A abordagem mais freqüentemente utilizada envolve a extração de ovos e/ou nematoides Vermiformes de plantas infectadas ou do solo8,11,12,14,15. A metodologia geral para essa abordagem envolve o plantio de sementes para os genótipos de algodão individuais em vasos separados, permitindo que as mudas se desenvolvam por 7 a 14 dias, inoculando as mudas adicionando uma mistura de estádios Vermiformes de R. reniformis ao solo, e permitindo que os nematóides infectem o sistema de raiz para 30 a 60 dias. Em seguida, os nematoides Vermiformes e/ou os ovos são extraídos do sistema radicular infectado de cada planta ou do solo potting. O número de nematoides extraídos ou ovos é então determinado para estimar a densidade populacional e a taxa de reprodução, que são comparadas com os genótipos de controle, a fim de identificar genótipos resistentes.
Uma abordagem alternativa, como aqui descrita, envolve o exame microscopicamente do sistema radicular do algodoeiro que foi infectado com nematoides para determinar o número de nematoides femininos parasitando as raízes,10,16. Semelhante a outras abordagens, os genótipos de algodoeiro são plantados em vasos separados e inoculadas com nematoides Vermiformes aproximadamente 7 dias após o plantio. No prazo de 30 dias após a inoculação, o sistema radicular é retirado das plantas individuais e o solo é enxaguado das raízes. Em seguida, os nematoides anexados ao sistema radicular são manchados com corante alimentar vermelho17, e as raízes são examinadas microscopicamente para determinar o número de sítios de infecção com genótipos de algodão resistentes (identificados com base no número de nematoides por grama de raiz) em comparação com um controle suscetível16. Essa segunda abordagem tem a vantagem de aumentar a taxa de transferência, reduzindo o número de dias necessários para a avaliação e aumentando o número de genótipos individuais avaliados em um único experimento. As metodologias de triagem que avaliam a densidade populacional ou a taxa de reprodução são muitas vezes mais demoradas do que aquelas baseadas em observações visuais dos sinais de infecção7. Entretanto, uma limitação dessa abordagem é que a resistência da planta hospedeira que dificulta a reprodução do nematoide determinada pela produção de ovos não é avaliada13.
Protocolos de triagem para R. a resistência de reniformis destrói frequentemente o sistema da raiz durante a avaliação7 e envolve o tiro vegetativo que está sendo Descartado. Para superar essa limitação, foi desenvolvido um método de propagação vegetativa para permitir a recuperação de plantas para a produção de sementes18. Após a remoção do sistema radicular para a avaliação do nematoide, o disparo vegetativo é plantado em solo de potting para permitir que o sistema radicular se recupere. Este método tem amplas aplicações para a maioria R. protocolos de triagem de reniformis . Um método simples e rápido de propagação vegetativa é de importância crítica para a reprodução de R. as variedades resistentes do algodão do Upland de reniformis , onde a recuperação da progêia é exigida para avançar genótipos resistentes à geração seguinte.
Um protocolo é apresentado para a seleção em grande escala de genótipos do algodão para a resistência do nematóide do reniformes. O objetivo é desenvolver um método simples e rápido de triagem não destrutiva para avaliar populações de reprodutores de algodão para resistência a nematódeos, a fim de auxiliar na criação de variedades resistentes de algodão de terras altas. Utilizando este protocolo, os dados são tipicamente obtidos dentro de 35 dias, com mais de 300 genótipos avaliados em um único experimento. Os dados são apresentados para genótipos resistentes e suscetíveis para ilustrar a variação comumente observada com esses métodos.
Protocol
Representative Results
Discussion
É necessário um protocolo de triagem eficaz para 1) a identificação de R. genótipos de algodão resistentes à reniformis , a fim de avaliar a genética da resistência e 2) a criação de variedades resistentes. A maioria dos protocolos avalia R. densidades populacionais de reniformis ou taxas de reprodução por extração de nematoides Vermiformes ou ovos do sistema radicular do algodão ou do solo potting8,11,</su…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Esta pesquisa foi financiada pelo departamento de agricultura dos Estados Unidos, serviço de pesquisa agrícola. Menção de nomes comerciais e produtos comerciais neste artigo são exclusivamente para fins de fornecer informações específicas e não implicam recomendações ou endossos pelo departamento de agricultura dos EUA. USDA é um provedor de oportunidades iguais e empregador. Os autores não têm conflito de interesse em declarar. A assistência técnica foi fornecida pela Kristi Jordan.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
Referências
- Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
- Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
- Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
- Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
- Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
- Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
- Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
- Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
- Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
- Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
- Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
- Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
- Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
- Yik, C. -. P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
- Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
- Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
- Byrd, D. W., et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
- Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).
- Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
- Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
- Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).
