Selección de genotipos de algodón para la resistencia de los nematodos reniformes
Summary
Aquí, se presenta un protocolo para el cribado rápido no destructivo de genotipos de algodón para la resistencia a los nematodos reniformes. El protocolo consiste en examinar visualmente las raíces de las plántulas de algodón infectadas por nematodos para determinar la respuesta a la infección. El brote vegetativo de cada planta se propaga para recuperar las plantas para la producción de semillas.
Abstract
Se necesita un protocolo de cribado rápido de nematodo reniforme no destructivo (Rotylenchulus reniformis) para el desarrollo de variedades de algodón resistente (Gossypium hirsutum) para mejorar el manejo del nematodo. La mayoría de los protocolos implican la extracción de nematodos o huevos vermiformes del sistema radicular de algodón o el suelo de maceta para determinar la densidad de población o la tasa de reproducción. Estos enfoques generalmente consumen mucho tiempo con un pequeño número de genotipos evaluados. Aquí se describe un enfoque alternativo en el que el sistema radicular se examina visualmente para detectar la infección por nematodos. El protocolo consiste en inocular la plántula de algodón 7 días después de la plantación con nematodos vermiformes y determinar el número de hembras unidas al sistema radicular 28 días después de la inoculación. Los datos se expresan como el número de hembras por gramo de peso fresco de la raíz para ajustar para la variación en el crecimiento de la raíz. El protocolo proporciona un método excelente para evaluar la resistencia huésped-planta asociada con la capacidad del nematodo para establecer un sitio de infección; sin embargo, no se evalúa la resistencia que dificulta la reproducción de nematodos. Al igual que con otros protocolos de cribado, la variación se observa comúnmente en la infección por nematodos entre genotipos individuales dentro y entre experimentos. Los datos se presentan para ilustrar el rango de variación observado mediante el protocolo. Para ajustar esta variación, los genotipos de control se incluyen en los experimentos. No obstante, el protocolo proporciona un método sencillo y rápido para evaluar la resistencia de la planta de host. El protocolo se ha utilizado con éxito para identificar las adhesiones resistentes de la G. arboreum germplasm recoger y evaluar poblaciones segregantes de más de 300 individuos para determinar la genética de la resistencia. También se desarrolló un método de propagación vegetativa para la recuperación de plantas para la cría de resistencia. Después de la eliminación del sistema radicular para la evaluación de nematodos, el brote vegetativo se replanta para permitir el desarrollo de un nuevo sistema radicular. Más del 95% de los brotes suelen desarrollar un nuevo sistema radicular con plantas que alcanzan la madurez.
Introduction
Rotylenchulus reniformis (Linford y Oliveira), comúnmente conocido como el nematodo reniforme, es una de las principales especies de nematodos parásitos presentes en los suelos del sureste de los Estados Unidos1,2,3. El nematodo es un semiendoparásito obligatorio y sedentario que requiere que unaplanta anfitriona complete su ciclo de vida 2,4. Los nematodos hembras preadultos vermiformes penetran en elsistema radicular del huésped para establecer un sitio de alimentación en la estela 2,3. A medida que el nematodo se alimenta y madura, la porción posterior que queda fuera de la raíz del huésped se hinchará tras la producción de óvulos, formando una forma renal característica (Figura1). Rotylenchulus reniformis es capaz de alimentarse del sistema radicular demás de 300 especies de plantas, incluyendo algodón 4. Algodón americano(Gossypium hirsutum L.) es ampliamente cultivado en el sureste de los Estados Unidos, pero la falta de R. las variedades resistentes a reniformis dificultan la gestión de nematodos2,3. Se han utilizado estrategias de gestión como el tratamiento y rotación de nematicidas con especies de cultivos no albergadores para reducir el suelo R. densidades de población de reniformis 5,6, pero las pérdidas de rendimiento de algodón de semilla pueden variar comúnmente de 1 a 5%2. Síntomas de R. infección por reniformis puede incluir retraso en las plantas, crecimiento de la raíz suprimido, deficiencias nutricionales, aborto de frutas, y retraso en la madurez2. Sin embargo, los síntomas pueden no ser evidentes debido a la uniformidad de los síntomas en todo el campo; por lo tanto, enfoques para evaluar R. se necesitan reniformis para identificar y desarrollar variedades resistentes de algodón americano (upland). Evaluación de R. resistencia a los reniformis en el algodón se considera difícil7, porque el sistema radicular infectado puede parecer normal a pesar de que la planta puede mostrar síntomas de infección8.
Se requiere un protocolo eficaz de detección de nematodos para la identificación de R. adhesiones resistentes a los reniformis de la colección de germoplasma de algodón y para la determinación de la genética de resistencia para estas adhesiones. Este protocolo ayudará en la transferencia de genes de resistencia al algodón americano (upland). Se han utilizado varios métodos de bioensayo para evaluar R. infección por reniformis en algodón8,9,10,11,12,13,14,15. En general, se han utilizado dos enfoques principales para la identificación de R. genotipos de algodón resistentes a los reniformis. El enfoque más utilizado consiste en extraer huevos y/o nematodos vermiformes de plantas infectadas o suelo8,11,12,14,15. La metodología general para este enfoque consiste en plantar semillas para los genotipos individuales del algodón en macetas separadas, permitiendo que las plántulas se desarrollen durante 7 a 14 días, inoculando las plántulas añadiendo una mezcla de etapas vermiformes de R. reniformis al suelo, y permitiendo que los nematodos infecten el sistema radicular durante 30 a 60 días. A continuación, los nematodos vermiformes y/o los huevos se extraen del sistema radicular infectado de cada planta o del suelo de maceta. A continuación, se determina el número de nematodos o huevos extraídos para estimar la densidad de población y la tasa de reproducción, que se comparan con los genotipos de control para identificar genotipos resistentes.
Un enfoque alternativo, como se describe aquí, implica examinar microscópicamente el sistema radicular de algodón que ha sido infectado con nematodos para determinar el número de nematodos femeninos parasitando las raíces10,16. Al igual que otros enfoques, los genotipos de algodón se plantan en macetas separadas y se inoculan con nematodos vermiformes aproximadamente 7 días después de la siembra. Dentro de los 30 días después de la inoculación, el sistema radicular se elimina de plantas individuales y el suelo se enjuaga de las raíces. A continuación, los nematodos unidos al sistema radicular están teñidos con colorante alimentario rojo17,y las raíces se examinan microscópicamente para determinar el número de sitios de infección con genotipos de algodón resistentes (identificados en función del número de nematodos por gramo de raíz) en comparación con un control susceptible16. Este segundo enfoque tiene la ventaja de aumentar el rendimiento al reducir el número de días necesarios para la evaluación y aumentar el número de genotipos individuales evaluados en un solo experimento. Las metodologías de cribado que evalúan la densidad de población o la tasa de reproducción suelen llevar más tiempo que las basadas en observaciones visuales de los signos de infección7. Sin embargo, una limitación de este enfoque es que no se evalúa la resistencia huésped-planta que dificulta la reproducción de nematodos determinada por la producción de óvulos13.
Protocolos de cribado para R. resistencia a los reniformis a menudo destruyen el sistema radicular durante la evaluación7 e implican el brote vegetativo que se desecha. Para superar esta limitación, se ha desarrollado un método de propagación vegetativa que permite la recuperación de plantas para la producción de semillas18. Después de la eliminación del sistema radicular para la evaluación de nematodos, el brote vegetativo se planta en el suelo de maceta para permitir que el sistema radicular vuelva a crecer. Este método tiene amplias aplicaciones para la mayoría de R. protocolos de cribado de reniformis. Un método simple y rápido de propagación vegetativa es de importancia crítica para la cría R. reniformis variedades de algodón americano (upland) resistentes, donde la recuperación de la progenie es necesaria para avanzar genotipos resistentes a la próxima generación.
Se presenta un protocolo para el cribado a gran escala de genotipos de algodón para la resistencia al nematodos reniforme. El objetivo es desarrollar un método de cribado no destructivo simple y rápido para evaluar las poblaciones de cría de algodón en busca de resistencia a los nematodos con el fin de ayudar en la cría de variedades resistentes de algodón americano (upland). Con este protocolo, los datos se obtienen normalmente en un plazo de 35 días, con más de 300 genotipos evaluados en un solo experimento. Se presentan datos para genotipos resistentes y susceptibles para ilustrar la variación comúnmente observada utilizando estos métodos.
Protocol
Representative Results
Discussion
Se requiere un protocolo de cribado eficaz para 1) la identificación de R. genotipos de algodón resistentes a reniformis para evaluar la genética de la resistencia y 2) la cría de variedades resistentes. La mayoría de los protocolos evalúan R. densidades de población de reniformis o tasas de reproducción mediante la extracción de nematodos o huevos vermiformes del sistema radicular de algodón o suelo de maceta8,11<sup…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Esta investigación fue financiada por el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos, Servicio de Investigación Agrícola. La mención de nombres comerciales y productos comerciales en este artículo es únicamente con el propósito de proporcionar información específica y no implica recomendaciones o endosos por parte del Departamento de Agricultura de los Estados Unidos. USDA es un proveedor y empleador de igualdad de oportunidades. Los autores no tienen conflicto de intereses que declarar. Kristi Jordan prestó asistencia técnica.
Materials
| Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
| Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
| Sand | various | ||
| Cotton balls | various | ||
| Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
| 4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
| 1 mL Pipet tips | various | ||
| 10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
| 6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
| Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
| Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
| Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
Referências
- Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
- Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
- Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
- Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
- Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
- Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
- Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
- Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
- Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
- Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
- Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
- Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
- Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
- Yik, C. -. P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
- Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
- Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
- Byrd, D. W., et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
- Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).
- Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
- Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
- Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).
