Summary

開発および家兎 VX2 モデルの肝臓がん用血管造影

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

この記事の目的は、開発と肝臓がんの VX2 癌家兎モデルの使用のための手引きを提供することです。

Abstract

家兎 VX2 腫瘍は、一般に肝細胞癌 (HCC) 放射線の分野に関するトランスレーショナル ・ リサーチの利用動物モデルです。このモデルでは、素朴な受信者の肝臓に最終的な収穫と同種移植のドナー ウサギの骨格筋で容易かつ確実に伝達される未分化の扁平上皮細胞癌を採用しています。この腫瘍移植急速に実行可能な血管増生カプセルに囲まれた壊死性コアによって特徴付けられる血管造影を特定できる腫瘍に受信者のウサギの肝臓内で成長します。ウサギの解剖学の物理的なサイズ血管計測アプリケーションを可能にする、様々 なインターベンション技術のテストを容易にするために十分です。これらの利点にもかかわらず、モデルを扱う研究者の具体的な基準として技術的なリソースの不足が存在します。ここで、開発、成長、伝播、および初心者および経験豊富な実務者用ウサギ VX2 腫瘍モデルの血管造影の使用率の技術的側面の包括的な視覚的な概要を紹介します。

Introduction

家兎 VX2 腫瘍モデル 1935年1,2年開発以来実験腫瘍学における役割を果たしています。この腫瘍がウイルス性未分化癌腫瘍濃染像、急速な成長および骨格筋3,4簡単な伝達によって特徴付けられます。家兎 VX2 腫瘍モデルは癌5,6,7,8; の多数を調査する使用されてきました本稿の焦点は肝細胞癌9です。

記載されているメソッドの目的は、肝臓癌のトランスレーショナルリサーチの介入放射線科医によって使用できる肝細胞癌 (HCC) モデルを提示です。薬物動態学的研究、治療の調査、アブレーション法1011,12,13,14,15のテストに使用できます。

ここに詳細なメソッドはネズミのような齧歯動物モデルなど同じ球内の他のモデル上の複数の利点を生成霊長類16のような大きなモデルやマーモット、マウス。主な利点の 1 つは、最初後肢伝搬17ヶ月以内アクティブ腫瘍ラインを確立する研究者を可能にする高速で信頼性の高い腫瘍の成長です。さらに、この腫瘍は簡単な超音波可視性および血管周囲動脈局所治療、アブレーション治療を可能にします。最後に、そして最も重要なは、ウサギの血管のサイズは血管計測18可能と技術的に簡単の利用を許可します。

Protocol

次のプロトコルは、すべての要件およびガイドライン – イリノイ大学によって統治を委任シカゴを従います。確認済みであり、ローカルで実行する前に機関動物ケアおよび使用委員会承認します。 1. VX2 後肢腫瘍開発 国立がん研究所部門の癌治療の診断と治療/腫瘍細胞ライン リポジトリから VX2 腫瘍細胞株を調達します。注: この時、注文カタログ見つけるこ?…

Representative Results

図 1を見ると、ウサギの quadricep を拡大することは明らかです。さらに、複数の小さな離散結節であり、通常、筋膜を介して腫瘍の増殖との相関が表示されます。触診の時に注入された肢が非注入肢よりも表示されます。研究者は腫瘍の存在のより決定的な保証を必要とする超音波イメージングが筋肉に埋め込まれた腫瘍を識別するために使用で…

Discussion

VX2 腫瘍方法論の最初の重要なステップは、ドナーのウサギの後肢で腫瘍の成功伝搬です。この手順の詳細については、「代表結果」セクションの最初の段落を参照してください。

次の重要なステップは、実行可能な腫瘍のカプセルが正しく識別されていることです。腫瘍の懸濁液の準備のため必要がありますだけも選択および肝移植への腫瘍部分を生成するために重要?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

イリノイ – シカゴの生物資源研究所の大学の獣医のスタッフを確認したいと思います。

Materials

MethoCult (Methycellulose) Stemcell Technologies M3134
VX2 Cell Line NCI VX-2
5 mL Syringe BD 309646
16-Gauge Needle BD 305197
22-Gauge Needle BD 305155
Hair Clippers Wahl 41870-0438
Foam Insulated Box Mr. Box Online 10 x 10 x 4
Acepromazine Henry Schein 003845
Buprenorphine Par 42023-179-05
Meloxicam Henry Schein 049755
Alcohol Pads Covidien 5033
Ketamine Henry Schein 056344
Xylazine Akorn 59399-110-20
Pentobarbital (Fatal-Plus) Vortech 9373
Sterile Petri Dish Thermo Fisher 172931
DMEM Gibco 11965092
Saline Baxter 2F7124
15-Blade Steris 02-050-015
Scalpel Handle x 2 Steris 22-2381
Curved Hemostat WPI 501288
Atraumatic Forceps Sklar 52-5077
Gauze Medline NON21430LF
11-Blade Steris 02-050-011
Surgicel Ethicon 1951
3-0 PDS / Taper Ethicon Z305H
4 – 0 Vicryl / Cutting Ethicon J392H
40 micron strainer BD 352340
50 mL conical tube Thermo Fisher 339652
plastic pipette Thomas Scientific HS206371B
Centrifuge Sorvall 75004240
1.40mL Tubes (Internal Thread) Micronic MP32131-Z20
3-F VSI Micro-HV Introducer Kit Vascular Solutions Custom Order (P15180391)
.018 45-degree angle glidewire Terumo RG*GA1818SA
Direxion bern-shape microcatheter Boston Scientific M001195230
Omnipaque GE Y510

Referências

  1. Rous, P., Beard, J. W. The Progression To Carcinoma of Virus-Induced Rabbit Papillomas (Shope). The Journal of Experimental Medicine. 62 (4), 523-548 (1935).
  2. Kidd, J. G., Rous, P. A transplantable rabbit carcinoma originating in a virus-induced papilloma and containing the virus in masked or altered form. The Journal of Experimental Medicine. 71 (6), 813-838 (1940).
  3. Galasko, C. S. B., Muckle, D. S. Intrasarcolemmal proliferation of the vx2 carcinoma. British Journal of Cancer. 29 (1), 59-65 (1974).
  4. Maruyama, H., et al. Sonographic shift of hypervascular liver tumor on blood pool harmonic images with definity: Time-related changes of contrast-enhanced appearance in rabbit VX2 tumor under extra-low acoustic power. European Journal of Radiology. 56 (1), 60-65 (2005).
  5. Horkan, C., et al. Radiofrequency Ablation: Effect of Pharmacologic Modulation of Hepatic and Renal Blood Flow on Coagulation Diameter in a VX2 Tumor Model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 15 (3), 269-274 (2004).
  6. Bimonte, S., et al. Induction of VX2 para-renal carcinoma in rabbits: generation of animal model for loco-regional treatments of solid tumors. Infectious Agents and Cancer. 11 (1), 1-8 (2016).
  7. Goldberg, S. N., Gazelle, G. S., Compton, C. C., Mueller, P. R., McLoud, T. C. Radio-frequency tissue ablation of VX2 tumor nodules in the rabbit lung. Academic Radiology. 3 (11), 929-935 (1996).
  8. Rhee, T. K., et al. Rabbit VX2 Tumors as an Animal Model of Uterine Fibroids and for Uterine Artery Embolization. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 18 (3), 411-418 (2007).
  9. Parvinian, A., Casadaban, L. C., Gaba, R. C. Development, growth, propagation, and angiographic utilization of the rabbit VX2 model of liver cancer: A pictorial primer and "how to" guide. Diagnostic and Interventional Radiology. 20 (4), 335-340 (2014).
  10. Xia, X., et al. Intra-arterial interleukin-12 gene delivery combined with chemoembolization: Anti-tumor effect in a rabbit hepatocellular carcinoma (HCC) model. Acta Radiologica. 54 (6), 684-689 (2013).
  11. Gaba, R. C., et al. Ethiodized oil uptake does not predict doxorubicin drug delivery after chemoembolization in VX2 liver tumors. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 23 (2), 265-273 (2012).
  12. Choi, Y. H., et al. Novel Intraarterial Therapy for Liver Cancer Using Ethylbromopyruvate Dissolved in an Iodized Oil. Academic Radiology. 18 (4), 471-478 (2011).
  13. Ma, H. L., Xu, Y. F., Qi, X. R., Maitani, Y., Nagai, T. Superparamagnetic iron oxide nanoparticles stabilized by alginate: Pharmacokinetics, tissue distribution, and applications in detecting liver cancers. International Journal of Pharmaceutics. 354 (1-2), 217-226 (2008).
  14. Wang, D., et al. Liver tumors: Monitoring embolization in rabbits with VX2 tumors -Transcatheter intraarterial first-pass perfusion MR imaging. Radiology. 245 (1), 130-139 (2007).
  15. Bimonte, S., et al. Radio-frequency ablation-based studies on VX2rabbit models for HCC treatment. Infectious Agents and Cancer. 11 (1), (2016).
  16. Gaba, R., Obeid, M., Khabbaz, R., Garcia, K., Schachtschneider, K. Translational Animal Models for Liver Cancer. American Journal of Interventional Radiology. 2 (2), 1-8 (2018).
  17. Kuszyk, B. S., et al. Local tumor recurrence following hepatic cryoablation: radiologic-histopathologic correlation in a rabbit model. Radiology. 217 (2), 477-486 (2000).
  18. Geschwind, J., et al. Chemoembolization of Liver Tumor in a Rabbit Model Assessment of Tumor Cell Death with Diffusion-Weighted MR Imaging and Histologic Analysis. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 11 (10), 1245-1255 (2000).
  19. Virmani, S., et al. Comparison of Two Different Methods for Inoculating VX2 Tumors in Rabbit Livers and Hind Limbs. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (6), 931-936 (2008).
  20. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique. Acta Radiologica. 49 (SUPPL 434), 47-52 (2008).
  21. Schook, L. B., et al. A genetic porcine model of cancer. PLoS One. 10 (7), e0128864 (2015).
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Khabbaz, R. C., Huang, Y., Smith, A. A., Garcia, K. D., Lokken, R. P., Gaba, R. C. Development and Angiographic Use of the Rabbit VX2 Model for Liver Cancer. J. Vis. Exp. (143), e58600, doi:10.3791/58600 (2019).

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