Entwicklung und angiographischen Umgang mit dem Kaninchen VX2 Modell für Leberkrebs
Summary
Das Ziel dieses Artikels ist eine Grundierung für die Entwicklung und Nutzung des Modells VX2 Karzinom Kaninchen für Leberkrebs zu.
Abstract
Die Kaninchen VX2 Tumor ist ein Tiermodell für translationale Forschung in Bezug auf das Leberzellkarzinom (HCC) auf dem Gebiet der interventionellen Radiologie häufig genutzt. Dieses Modell setzt ein Anaplastischer Squamous Zelle Krebsgeschwür, das einfach und zuverlässig in der Skelettmuskulatur Spender Kaninchen für die spätere Ernte und Allograft Implantation in die Leber der naive Empfänger weitergegeben wird. Dieser Tumor Transplantat wächst schnell in der Leber des Empfängers Kaninchen in eine angiographisch identifizierbaren Tumor zeichnet sich durch einen nekrotischen Kern, umgeben von einer lebensfähigen Hypervascular Kapsel. Die physische Größe der Kaninchen Anatomie ist ausreichend, vaskuläre Instrumentierung, die Anwendung und Erprobung verschiedener interventionelle Techniken zu erleichtern. Trotz dieser Vorteile gibt es einen Mangel an technischen Ressourcen als ein konkreter Verweis für Forscher, die mit dem Modell arbeiten dienen. Hier präsentieren wir Ihnen eine umfassende visuelle Gliederung für die technischen Aspekte der Entwicklung, Wachstum, Ausbreitung und angiographischen Verwendung des Kaninchen VX2 Tumor Modells für Anfänger und erfahrene Forscher gleichermaßen.
Introduction
Das Kaninchen VX2 Tumor Modell spielte eine Rolle in der experimentellen Onkologie seit seiner Entwicklung im Jahre 19351,2. Dieser Tumor ist eine virusbedingte anaplastische Plattenepithelkarzinom gekennzeichnet durch Hypervascularity, schnelles Wachstum und einfache Vermehrung im skelettartigen Muskel3,4. Während das Kaninchen VX2-Tumor-Modell verwendet worden ist, zu untersuchen, eine Vielzahl von Krebserkrankungen5,6,7,8; der Schwerpunkt dieses Artikels ist Leberkrebs9.
Die beschriebene Methode soll präsentieren ein Modell für primären Leberkrebs oder hepatozellulären Karzinom (HCC), die von interventionellen Radiologen für die translationale Forschung genutzt werden kann. Es kann für ablative Methode testen10,11,12,13,14,15pharmakokinetischen Studien und therapeutische Untersuchungen verwendet werden.
Die Methode hier detaillierte bringt mehrere Vorteile gegenüber anderen Modellen im gleichen Rahmen wie Nager-Modelle wie Ratten, Mäuse, und Waldmurmeltiere oder größere Modelle wie Primaten16. Einer der wichtigsten Vorteile ist die schnelle und zuverlässige Tumorwachstum ermöglicht es Forschern, eine aktiven Tumor-Linie innerhalb eines Monats nach der ersten Hind Gliedmaßen Ausbreitung17zu etablieren. Darüber hinaus hat dieser Tumor einfach sonographische Sichtbarkeit und eine Hypervascular-Peripherie die Transarterial locoregionaler Behandlungen und ablative Therapien ermöglicht. Schließlich, und vor allem erlaubt die Größe des Gefäßsystems Kaninchen möglich und technisch einfache Nutzung der vaskulären Instrumentierung18.
Protocol
Representative Results
Discussion
Der erste wichtige Schritt in der VX2 Tumor Methodik ist erfolgreiche Ausbreitung eines Tumors in der hinteren Extremität eines Spenders Hasen. Beziehen sich auf den ersten Absatz im Abschnitt “Vertreter Ergebnisse” für weitere Informationen zu diesem Schritt.
Der nächste entscheidende Schritt besteht darin, die tragfähige Tumor Kapsel richtig erkannt wird. Nicht nur wird dieser Tumor Aussetzung Vorbereitung nötig sein, aber es ist auch wichtig für die Auswahl und Erzeugung von Tumor-St?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir möchten das tierärztliche Personal an der University of Illinois – Chicago biologische Ressourcen Labor bestätigen.
Materials
| MethoCult (Methycellulose) | Stemcell Technologies | M3134 | |
| VX2 Cell Line | NCI | VX-2 | |
| 5 mL Syringe | BD | 309646 | |
| 16-Gauge Needle | BD | 305197 | |
| 22-Gauge Needle | BD | 305155 | |
| Hair Clippers | Wahl | 41870-0438 | |
| Foam Insulated Box | Mr. Box Online | 10 x 10 x 4 | |
| Acepromazine | Henry Schein | 003845 | |
| Buprenorphine | Par | 42023-179-05 | |
| Meloxicam | Henry Schein | 049755 | |
| Alcohol Pads | Covidien | 5033 | |
| Ketamine | Henry Schein | 056344 | |
| Xylazine | Akorn | 59399-110-20 | |
| Pentobarbital (Fatal-Plus) | Vortech | 9373 | |
| Sterile Petri Dish | Thermo Fisher | 172931 | |
| DMEM | Gibco | 11965092 | |
| Saline | Baxter | 2F7124 | |
| 15-Blade | Steris | 02-050-015 | |
| Scalpel Handle x 2 | Steris | 22-2381 | |
| Curved Hemostat | WPI | 501288 | |
| Atraumatic Forceps | Sklar | 52-5077 | |
| Gauze | Medline | NON21430LF | |
| 11-Blade | Steris | 02-050-011 | |
| Surgicel | Ethicon | 1951 | |
| 3-0 PDS / Taper | Ethicon | Z305H | |
| 4 – 0 Vicryl / Cutting | Ethicon | J392H | |
| 40 micron strainer | BD | 352340 | |
| 50 mL conical tube | Thermo Fisher | 339652 | |
| plastic pipette | Thomas Scientific | HS206371B | |
| Centrifuge | Sorvall | 75004240 | |
| 1.40mL Tubes (Internal Thread) | Micronic | MP32131-Z20 | |
| 3-F VSI Micro-HV Introducer Kit | Vascular Solutions | Custom Order (P15180391) | |
| .018 45-degree angle glidewire | Terumo | RG*GA1818SA | |
| Direxion bern-shape microcatheter | Boston Scientific | M001195230 | |
| Omnipaque | GE | Y510 |
Referências
- Rous, P., Beard, J. W. The Progression To Carcinoma of Virus-Induced Rabbit Papillomas (Shope). The Journal of Experimental Medicine. 62 (4), 523-548 (1935).
- Kidd, J. G., Rous, P. A transplantable rabbit carcinoma originating in a virus-induced papilloma and containing the virus in masked or altered form. The Journal of Experimental Medicine. 71 (6), 813-838 (1940).
- Galasko, C. S. B., Muckle, D. S. Intrasarcolemmal proliferation of the vx2 carcinoma. British Journal of Cancer. 29 (1), 59-65 (1974).
- Maruyama, H., et al. Sonographic shift of hypervascular liver tumor on blood pool harmonic images with definity: Time-related changes of contrast-enhanced appearance in rabbit VX2 tumor under extra-low acoustic power. European Journal of Radiology. 56 (1), 60-65 (2005).
- Horkan, C., et al. Radiofrequency Ablation: Effect of Pharmacologic Modulation of Hepatic and Renal Blood Flow on Coagulation Diameter in a VX2 Tumor Model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 15 (3), 269-274 (2004).
- Bimonte, S., et al. Induction of VX2 para-renal carcinoma in rabbits: generation of animal model for loco-regional treatments of solid tumors. Infectious Agents and Cancer. 11 (1), 1-8 (2016).
- Goldberg, S. N., Gazelle, G. S., Compton, C. C., Mueller, P. R., McLoud, T. C. Radio-frequency tissue ablation of VX2 tumor nodules in the rabbit lung. Academic Radiology. 3 (11), 929-935 (1996).
- Rhee, T. K., et al. Rabbit VX2 Tumors as an Animal Model of Uterine Fibroids and for Uterine Artery Embolization. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 18 (3), 411-418 (2007).
- Parvinian, A., Casadaban, L. C., Gaba, R. C. Development, growth, propagation, and angiographic utilization of the rabbit VX2 model of liver cancer: A pictorial primer and "how to" guide. Diagnostic and Interventional Radiology. 20 (4), 335-340 (2014).
- Xia, X., et al. Intra-arterial interleukin-12 gene delivery combined with chemoembolization: Anti-tumor effect in a rabbit hepatocellular carcinoma (HCC) model. Acta Radiologica. 54 (6), 684-689 (2013).
- Gaba, R. C., et al. Ethiodized oil uptake does not predict doxorubicin drug delivery after chemoembolization in VX2 liver tumors. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 23 (2), 265-273 (2012).
- Choi, Y. H., et al. Novel Intraarterial Therapy for Liver Cancer Using Ethylbromopyruvate Dissolved in an Iodized Oil. Academic Radiology. 18 (4), 471-478 (2011).
- Ma, H. L., Xu, Y. F., Qi, X. R., Maitani, Y., Nagai, T. Superparamagnetic iron oxide nanoparticles stabilized by alginate: Pharmacokinetics, tissue distribution, and applications in detecting liver cancers. International Journal of Pharmaceutics. 354 (1-2), 217-226 (2008).
- Wang, D., et al. Liver tumors: Monitoring embolization in rabbits with VX2 tumors -Transcatheter intraarterial first-pass perfusion MR imaging. Radiology. 245 (1), 130-139 (2007).
- Bimonte, S., et al. Radio-frequency ablation-based studies on VX2rabbit models for HCC treatment. Infectious Agents and Cancer. 11 (1), (2016).
- Gaba, R., Obeid, M., Khabbaz, R., Garcia, K., Schachtschneider, K. Translational Animal Models for Liver Cancer. American Journal of Interventional Radiology. 2 (2), 1-8 (2018).
- Kuszyk, B. S., et al. Local tumor recurrence following hepatic cryoablation: radiologic-histopathologic correlation in a rabbit model. Radiology. 217 (2), 477-486 (2000).
- Geschwind, J., et al. Chemoembolization of Liver Tumor in a Rabbit Model Assessment of Tumor Cell Death with Diffusion-Weighted MR Imaging and Histologic Analysis. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 11 (10), 1245-1255 (2000).
- Virmani, S., et al. Comparison of Two Different Methods for Inoculating VX2 Tumors in Rabbit Livers and Hind Limbs. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (6), 931-936 (2008).
- Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique. Acta Radiologica. 49 (SUPPL 434), 47-52 (2008).
- Schook, L. B., et al. A genetic porcine model of cancer. PLoS One. 10 (7), e0128864 (2015).
