Summary

Effet des protéines fluorescentes sur des partenaires de Fusion utilisant les épreuves de toxicité Polyglutamine chez la levure

Published: November 28, 2018
doi:

Summary

Cet article décrit les protocoles afin d’évaluer l’effet des protéines fluorescentes sur l’agrégation et la toxicité de l’expansion de polyglutamine mal repliées pour l’évaluation rapide d’une protéine fluorescente nouvellement indéterminée dans le contexte de reporters fluorescents.

Abstract

Pour l’enquête de localisation des protéines et du trafic à l’aide de l’imagerie de cellules vivantes, chercheurs comptent souvent sur leur protéine d’intérêt à un journaliste fluorescent de fusion. La liste en constante évolution des protéines fluorescentes génétiquement encodés (FPs) présente aux utilisateurs plusieurs solutions de rechange en matière de conception de fusion fluorescent. Chaque FP possède des propriétés optiques et biophysiques spécifiques qui peuvent affecter les propriétés biochimiques, cellulaires et fonctionnelles les fusions fluorescent qui en résulte. Par exemple, plusieurs FPs tendent à former des oligomères non spécifiques qui sont susceptibles d’entraver la fonction de la partenaire de fusion. Malheureusement, seulement quelques méthodes existent pour tester l’impact des FPs sur le comportement du reporter fluorescent. Nous décrivons ici une méthode simple qui permet une évaluation rapide de l’impact d’images par seconde en utilisant les épreuves de toxicité polyglutamine (polyQ) dans la levure Saccharomyces cerevisiae. PolyQ-élargi la huntingtine protéines sont associées à l’apparition de la maladie de Huntington (MH), où la huntingtine élargie regroupe en oligomères toxiques et des corps d’inclusion. L’agrégation et la toxicité des expansions de polyQ chez les levures sont fortement tributaires des séquences flanquant la région polyQ, y compris la présence d’étiquettes fluorescentes, fournissant ainsi une plate-forme expérimentale idéale pour étudier l’impact des FPs sur le comportement de leurs partenaire de fusion.

Introduction

Étant donné que la caractérisation initiale de la protéine fluorescente verte (GFP) de Aequorea victoria1, une large palette de génétiquement encodé IPS ont été développés, permettant aux biologistes cellulaires de localiser et de suivre simultanément plusieurs événements/protéines cellulaires dans la vie des cellules de2,3. FPs proviennent de plusieurs organismes, de méduses, coraux, et par conséquent, Visualisez les propriétés biophysiques spécifiques qui détourner largement au-delà de leur spectre de fluorescence respectif. Ces propriétés incluent luminosité photostabilité et une tendance à oligomerize, entre autres,2,4. Sélection de monomère FPs est un aspect important dans la sélection d’une balise appropriée lorsque vous concevez un journaliste fluorescent, afin de minimiser les interactions inappropriées et altérations de la fonction de la partenaire de fusion et de maximiser l’efficacité de journaliste pour une étant donné le compartiment cellulaire4,5,6. Tandis que GFP a, au fil du temps, a été élaborée pour minimiser l’effet de l’ajout de la balise fluorescente à la fusion partenaire5,7,8, comment les nouvelles variantes FP effectuent par rapport à la GFP reste difficile à évaluer.

Peu de méthodes existe pour caractériser le comportement des FPs. La plupart d’entre eux comportent des essais des propriétés biophysiques des FPs en utilisant des approches biochimiques, tels que l’ultracentrifugation et gel filtration protocoles9,10,11,12. Ces méthodes ont la mise en garde de l’utilisation de FPs purifiée en solution, offrant une vision un peu dans leur comportement dans les cellules intactes. Le développement de l’offre de dosage du réticulum endoplasmique lisse (OSER) organisé une évaluation quantifiable de tendance FPs’ à oligomerize la vie des cellules13 en testant la capacité du FPs surexprimée à réorganiser les tubules de réticulum endoplasmique dans OSER verticilles14. Cette technique peut détecter avec succès des changements entre monomères et oligomères variants de la GFP et autres FPs. Toutefois, il s’appuie principalement sur la surexpression dans les cellules transfectées transitoirement, et la quantification et l’analyse de l’image peuvent prendre beaucoup de temps à moins que la technique est adoptée comme une collecte automatisée des données et les flux de travail de l’analyse.

Afin de compléter ces approches, nous avons établi une analyse qui profite de l’effet des étiquettes fluorescentes sur la toxicité et l’agrégation des expansions polyQ dans levure15,16. L’expansion de l’étirement de polyQ avec plus de 36 se répète dans le premier exon du gène codage de que la protéine huntingtine (Htt) est associée à la maladie de Huntington17,18. L’expression d’étendue Httex1 dans les résultats de la levure dans une forte agrégation de la protéine Htt mal repliée, couplée à un défaut de croissance sévère. Fait intéressant, ces phénotypes sont fortement influencées par les séquences flanquant le tronçon de polyQ, y compris les FPs15,16. Il a été rationalisé que les différentes propriétés de FPs peuvent affecter différemment polyQ toxicité chez la levure. En effet, par rapport à GFP-like FPs, protéines fluorescentes rouges et leurs formes évoluées ont montré une toxicité et agrégation réduit16. Ce manuscrit fournit un protocole détaillé afin d’évaluer l’effet de la prochaine génération de FPs sur la toxicité de polyQ et agrégation dans la levure. Ce dosage permet une analyse rapide et potentiellement forte teneur des variantes FP qui peut être utilisé en parallèle avec caractérisait auparavant techniques pour la caractérisation optimale de nouveau FPs et peut évaluer comment ils effectuent par rapport à la GFP.

Protocol

1. génération de nouveau fluorescent tag Httex1 Reporters pour une Expression dans la levure Remarque : Cette section a été modifiée par le protocole de Jiang et al. 16 et Albakri et al. 19. Concevoir des amorces pour amplifier la séquence codant pour la protéine fluorescente ou intérêt par PCR. L’apprêt avant devrait inclure une séquence de chef de file pour aider l’enzyme de restriction pen…

Representative Results

FPs ont différentes propriétés biophysiques, notamment leur tendance à oligomerize, qui peuvent affecter le comportement de leurs partenaires de fusion dans le cadre de reporters fluorescents. Ce protocole décrit une méthode simple, où plusieurs FPs peuvent être fusionnés à l’expansion de la polyQ toxique. PolyQ toxicité étant fortement dépendante des séquences flanquant l’ étirement polyQ15, ce test permet de comparer rapidement et directement de …

Discussion

Dans cet article, divers essais pour mesurer l’agrégation des expansions de polyQ Httex1 et leur effet sur la croissance de levure étaient employés comme modèle pour étudier comment les différents fluorescentes protéines modifient leurs partenaires en matière de fusion dans le cadre de reporters fluorescents . En utilisant une variante de la GFP (ymsfGFP) comme témoin positif, nous avons montré qu’il détecte des changements significatifs dans les polyQ toxicité et agrégation entre différentes…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette étude est soutenue par une subvention de fonctionnement des instituts de recherche en santé à M.L.D. et P.L. Le travail présenté ici est pris en charge par une attribution de fonds Leader John R. Evans de la Fondation canadienne pour l’Innovation et un fonds correspondant provenant du Fonds de recherche de l’Ontario à P.L. Y.J. est supporté par une maîtrise à la bourse de doctorat transfert du doyen de l’École Schulich de M dernière édition et en médecine dentaire à l’Université de Western Ontario. S.D.G. est soutenu par une bourse de doctorat du Canada de l’ALS.

Materials

5-alpha Competent E. coli (High efficiency) New Englanfd Biolab C2987
SpeI-HF New Englanfd Biolab R3133 High fidelity enzymes are preferred
SalI-HF New Englanfd Biolab R0138 High fidelity enzymes are preferred
Agarose Fisher Scientific BP160
LB-Agar Fisher Scientific BP1425
LB-Broth Fisher Scientific BP1426
Ampicilin Fisher Scientific BP1760
PfuUltra High-fidelity DNA Polymerase Agilent Technologies 600382
EPOCH2 microplate spectrophotometer BioTek Instruments inc EPOCH2TC
Yeast Pin Replicator V&P Scientific inc. VP407AH
SPI imager S&P Robotics inc. spImager-M
Zeiss LSM 800 confocal with AryScan Carl Zeiss Microscopy LSM 800
8 well Lab-Tek imaging chambers Fisher Scientific 12565470
Bio-Dot apparatus Bio-Rad 1706545
Chemi Doc XRS+ Bio-Rad 1708265
anti-FLAG M1 antibody Sigma-Aldrich F3040
Goat anti-mouse IgG alexa 555 secondary antibody Thermo  A32727
Plasmid MiniPrep Kit Fisher Scientific K0503
Plasmid Gel extraction Kit Fisher Scientific K0831
PCR Purification Kit Fisher Scientific K0702
Prizm GraphPad N/A
TAE (Tris-Acetate-EDTA) Fisher Scientific BP13354

Referências

  1. Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science. 263 (5148), 802-805 (1994).
  2. Thorn, K. Genetically encoded fluorescent tags. Molecular Biology of the Cell. 28 (7), 848-857 (2017).
  3. Shcherbakova, D. M., Subach, O. M., Verkhusha, V. V. Red fluorescent proteins: advanced imaging applications and future design. Angewandte Chemie. 51 (43), 10724-10738 (2012).
  4. Snapp, E. L. Fluorescent proteins: a cell biologist’s user guide. Trends in Cell Biology. 19 (11), 649-655 (2009).
  5. Costantini, L. M., et al. A palette of fluorescent proteins optimized for diverse cellular environments. Nature Communications. 6, 7670 (2015).
  6. Costantini, L. M., Snapp, E. L. Fluorescent proteins in cellular organelles: serious pitfalls and some solutions. DNA and Cell Biology. 32 (11), 622-627 (2013).
  7. Yang, F., Moss, L. G., Phillips, G. N. The molecular structure of green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 14 (10), 1246-1251 (1996).
  8. Zacharias, D. A., Violin, J. D., Newton, A. C., Tsien, R. Y. Partitioning of lipid-modified monomeric GFPs into membrane microdomains of live cells. Science. 296 (5569), 913-916 (2002).
  9. Pédelacq, J. -. D., et al. Engineering soluble proteins for structural genomics. Nature Biotechnology. 20 (9), 927-932 (2002).
  10. Baird, G. S., Zacharias, D. A., Tsien, R. Y. Biochemistry, mutagenesis, and oligomerization of DsRed, a red fluorescent protein from coral. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (22), 11984-11989 (2000).
  11. Laue, T. M., Stafford, W. F. Modern applications of analytical ultracentrifugation. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 28, 75-100 (1999).
  12. Pédelacq, J. -. D., Cabantous, S., Tran, T., Terwilliger, T. C., Waldo, G. S. Engineering and characterization of a superfolder green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 24 (1), 79-88 (2006).
  13. Costantini, L. M., Fossati, M., Francolini, M., Snapp, E. L. Assessing the tendency of fluorescent proteins to oligomerize under physiologic conditions. Traffic. 13 (5), 643-649 (2012).
  14. Snapp, E. L., et al. Formation of stacked ER cisternae by low affinity protein interactions. The Journal of Cell Biology. 163 (2), 257-269 (2003).
  15. Duennwald, M. L., Jagadish, S., Muchowski, P. J., Lindquist, S. Flanking sequences profoundly alter polyglutamine toxicity in yeast. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (29), 11045-11050 (2006).
  16. Jiang, Y., Di Gregorio, S. E., Duennwald, M. L., Lajoie, P. Polyglutamine toxicity in yeast uncovers phenotypic variations between different fluorescent protein fusions. Traffic. 18 (1), 58-70 (2017).
  17. Penney, J. B., Vonsattel, J. P., MacDonald, M. E., Gusella, J. F., Myers, R. H. CAG repeat number governs the development rate of pathology in Huntington’s disease. Annals of Neurology. 41 (5), 689-692 (1997).
  18. Gusella, J. F., MacDonald, M. E. Huntington’s disease: seeing the pathogenic process through a genetic lens. Trends in Biochemical Sciences. 31 (9), 533-540 (2006).
  19. Albakri, M. B., Jiang, Y., Lajoie, P. Polyglutamine toxicity assays highlight the advantages of mScarlet for imaging in Saccharomyces cerevisiae [version 1; referees: 1 approved, 1 approved with reservations]. F1000Research. 7, 1242 (2018).
  20. Schindelin, J., Rueden, C. T., Hiner, M. C., Eliceiri, K. W. The ImageJ ecosystem: An open platform for biomedical image analysis. Molecular Reproduction and Development. 82 (7-8), 518-529 (2015).
  21. Duennwald, M. L. Yeast as a platform to explore polyglutamine toxicity and aggregation. Methods in Molecular Biology. 1017, 153-161 (2013).
  22. Duennwald, M. L., Jagadish, S., Giorgini, F., Muchowski, P. J., Lindquist, S. A network of protein interactions determines polyglutamine toxicity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (29), 11051-11056 (2006).
  23. Lee, S., Lim, W. A., Thorn, K. S. Improved blue, green, and red fluorescent protein tagging vectors for S. cerevisiae. Plos One. 8 (7), e67902 (2013).
  24. Halfmann, R., Lindquist, S. Screening for amyloid aggregation by Semi-Denaturing Detergent-Agarose Gel Electrophoresis. Journal of Visualized Experiments. (17), e838 (2008).
  25. Sikorski, R. S., Hieter, P. A system of shuttle vectors and yeast host strains designed for efficient manipulation of DNA in Saccharomyces cerevisiae. Genética. 122 (1), 19-27 (1989).
  26. Thomas, B. J., Rothstein, R. Elevated recombination rates in transcriptionally active DNA. Cell. 56 (4), 619-630 (1989).
  27. Brachmann, C. B., et al. Designer deletion strains derived from Saccharomyces cerevisiae S288C: a useful set of strains and plasmids for PCR-mediated gene disruption and other applications. Yeast. 14 (2), 115-132 (1998).
  28. Meriin, A. B., et al. toxicity in yeast model depends on polyglutamine aggregation mediated by a prion-like protein Rnq1. The Journal of Cell Biology. 157 (6), 997-1004 (2002).
  29. Mumberg, D., Müller, R., Funk, M. Yeast vectors for the controlled expression of heterologous proteins in different genetic backgrounds. Gene. 156 (1), 119-122 (1995).
  30. Keppler, A., et al. A general method for the covalent labeling of fusion proteins with small molecules in vivo. Nature Biotechnology. 21 (1), 86-89 (2003).
  31. Tanenbaum, M. E., Gilbert, L. A., Qi, L. S., Weissman, J. S., Vale, R. D. A protein-tagging system for signal amplification in gene expression and fluorescence imaging. Cell. 159 (3), 635-646 (2014).
check_url/pt/58748?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Jiang, Y., Di Gregorio, S., Albakri, M. B., Duennwald, M. L., Lajoie, P. Effect of Fluorescent Proteins on Fusion Partners Using Polyglutamine Toxicity Assays in Yeast. J. Vis. Exp. (141), e58748, doi:10.3791/58748 (2018).

View Video