Summary

血管周囲脂肪組織による変調に焦点を当てた孤立腸間膜動脈を用いた血管緊張応答性の評価

Published: June 03, 2019
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Summary

このプロトコルは、マウスから単離された腸間膜動脈の貫壁性等角張力を評価するためのワイヤ myography の使用を説明し、内皮細胞および血管周囲脂肪組織から放出される因子による変調を特別に考慮する。

Abstract

病態生理学的刺激に対する血管の色調の反応性の変化は、広範囲の心血管および代謝疾患の発症に寄与する。内皮機能不全は、減少した血管拡張および動脈の血管収縮の亢進の主要な原因を表す。脂肪 (脂肪) 動脈を取り巻く組織は、内皮依存性弛緩および/または血管平滑筋細胞の収縮の調節において重要な役割を果たす。内皮と血管周囲脂肪組織との間のクロストークは、ワイヤー myography システムによって取り付けられた血管を使用して、ex vivo で評価することができる。しかし、最適な設定は、異なる種の動物、年齢、遺伝的背景および/または病態生理学的条件に由来する動脈について確立されるべきである。

Introduction

動脈の肥大および収縮は、それぞれ、血管平滑筋細胞のリラクゼーションおよび短縮によって達成される。小さな動脈の血管応答性の変化は、血液中に存在する自律神経およびホルモン (例えば、カテコールアミン、アンジオテンシン II、セロトニン、バソプレシン) によって動脈血圧の恒常性調節に寄与する。局所レベルでは、平滑筋細胞の血管応答は、内膜の内皮細胞と動脈を取り囲む脂肪組織の両方からのシグナルによって変調される (図 1)。

内皮は、受動的な障壁だけでなく、血液と下層の血管平滑筋細胞との間の信号を交換する表面としても機能する。様々な血管作動性物質を放出することにより、内皮は血管トーン応答1の局所制御において重要な役割を果たす。例えば、アセチルコリンに応答して、内皮一酸化窒素合成酵素 (エノス) は、一酸化窒素 (NO) を産生する内皮に活性化され、これは可溶性グアニリルシクラーゼ酸シクラーゼ (sGC)を活性化することによって下層の血管平滑筋の弛緩を誘発する2. その他の血管作動性物質としては、シクロオキシゲナーゼ (例えば、プロスタサイクリン及びトロンボキサン a2)、リポキシゲナーゼ (例えば、12-hydroxyeicosatetraenoic 酸、12-HETE)、およびシトクロム P450 monooxygenases (HETEs 及びepoxyeicosatrienoic 酸、EETs)、活性酸素種 (ROS)、および血管作動性ペプチド (例えば、エンドセリン-1 およびアンジオテンシン II)、および内皮由来 hyperpolarizing 因子 (EDHF)3。内皮由来の血管拡張薬と血管収縮剤の微妙なバランスは、局所血管運動トーン4,5を維持する。

内皮機能不全は、内皮依存性血管拡張6における障害を特徴とする、血管老化7の顕著な特徴である。年齢と共に、血管拡張を促進する内皮の能力は、主として、生物学的利用能の低下、ならびに血管平滑筋細胞における内皮および sGC におけるエノスの異常な発現および機能に起因して徐々に減少している8,9,10. バイオアベイラビリティを低下させることは、内皮依存性血管収縮剤の産生を増強する。高齢の動脈では、内皮機能不全が培地で過形成を引き起こし、壁厚の顕著な増加によって反射されるように、ヒトにおいて認められる高血圧およびアテローム性動脈硬化において血管肥厚を連想する中間核の数患者1314。加えて、肥満、糖尿病または高血圧のような病態生理学的条件は、内皮機能障害の発症を加速する15,16.

血管周囲脂肪組織 (PVAT) は、血管構造および機能17を調節するために多数のアディポカインを放出する。PVAT の抗収縮効果は、アディポネクチン、NO、過酸化水素、硫化水素181920などの弛緩因子によって媒介される。しかし、場所および病態生理学的条件に応じて、PVAT はまた、様々な動脈21における収縮反応を増強することができる。PVAT によって産生されるプロ収縮物質には、アンジオテンシン-II、レプチン、レジスチン、および ROS22,23が含まれる。 孤立した血管の研究のほとんどでは、PVAT は、血管系のための単純な構造的なサポートとして考えられているため、血管のリングセグメントの調製中に除去しました。脂肪機能障害は高血圧および関連した心血管合併症24のための独立した危険因子を表すので、血管の応答性を調査するとき、血管を取り巻く PVAT は考慮されるべきである異なる動脈。

多線 myograph システムは大動脈、腸間膜、腎臓、大腿骨、大脳および冠状動脈25,26を含むいろいろな血管の血管運動機能を調査するのに広く利用された。本明細書に記載されるプロトコールは、PVAT による変調に特に重点をおいて、遺伝子組み換えマウスモデルから単離された腸間膜動脈における血管応答性を評価するためにワイヤ myography を使用する。

Protocol

以下の研究のために使用されるすべての動物は、医学の学部の実験動物ユニットによって提供されました, 香港大学.教育と研究のための実験動物の使用に関する部門委員会から倫理的な承認が得られました (CULATR, no.: 4085-16)。 1. 準備 薬の調製 それらを受けた直後に、物質安全データシート (MSDS) に記載されているように適切に医薬品を保管し?…

Representative Results

正規化係数kを得るための長さ/張力関係の検討 血管セグメントに適用される伸張の量は、アクチン-ミオシン相互作用の程度に影響を与え、したがって最大の活性力が発達した。したがって、血管のすべてのタイプのために、最大の活性力に必要なストレッチ量を決定することは、適切な myography 研究の?…

Discussion

内皮細胞とは別に、PVAT 由来のシグナルは、平滑筋緊張反応性30の調節において重要な役割を果たす。健康な PVAT は、肥満およびメタボリックシンドローム31,32などの病的状態下で失われる動脈に対する抗収縮効果を発揮する NO および抗炎症性アディポネクチンを放出する。疾患状態において、PVAT は、内皮機能不全および他の心?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、香港の研究助成金評議会 [17124718 と 17121714]、香港の健康・医療研究基金 [13142651 と 13142641]、香港の共同研究資金 [C7055-14G]、および国家の基本的な助成金によって財政的支援を受けました中国研究プログラム [973 プログラム 2015CB553603].

Materials

Acetylcholine Sigma-Aldrich A6625 Stock concentration: 10-1 M
Working concentration: 10-10 to 10-5 M
L-NAME (Nω-nitro-L-arginine methyl ester) Sigma-Aldrich N5751 Stock concentration: 3 x 10-2 M
Working concentration: 10-4 M
Phenylephrine Sigma-Aldrich P6126 Stock concentration: 10-2 M
Working concentration: 10-10 to 10-5 M
U46619 (9,11-dideoxy-9α,11αmethanoepoxy prostaglandin F2α) Enzo BML-PG023-0001 Stock concentration: 10-5 M
Working concentration: 1-3 x 10-8 M
Multiwire myograph Danish MyoTechnology (DMT) 620M
PowerLab 4/26 ADInstruments ML848
Labchart7 ADInstruments
Adipo-SIRT1 wild type mice Laboratory Animal Unit, The University of Hong Kong CULATR NO.: 4085-16
Silicon-coated Petri dishes Danish MyoTechnology (DMT)
Tungsten wires Danish MyoTechnology (DMT) 300331
Surgical tools

Referências

  1. Furchgott, R. F., Zawadzki, J. V. The obligatory role of endothelial cells in the relaxation of arterial smooth muscle by acetylcholine. Nature. 288 (5789), 373-376 (1980).
  2. Furchgott, R. F., Vanhoutte, P. M. Endothelium-derived relaxing and contracting factors. The FASEB Journal. 3 (9), 2007-2018 (1989).
  3. Feletou, M., Kohler, R., Vanhoutte, P. M. Endothelium-derived vasoactive factors and hypertension: possible roles in pathogenesis and as treatment targets. Current Hypertension Reports. 12 (4), 267-275 (2010).
  4. Vanhoutte, P. M. Endothelial dysfunction: the first step toward coronary arteriosclerosis. Circulation Journal. 73 (4), 595-601 (2009).
  5. Feletou, M., Huang, Y., Vanhoutte, P. M. Endothelium-mediated control of vascular tone: COX-1 and COX-2 products. British Journal of Pharmacology. 164 (3), 894-912 (2011).
  6. Harrison, D. G. Cellular and molecular mechanisms of endothelial cell dysfunction. Journal of Clinical Investigation. 100 (9), 2153 (1997).
  7. Vanhoutte, P. M., Shimokawa, H., Tang, E. H., Feletou, M. Endothelial dysfunction and vascular disease. Acta physiologica. 196 (2), 193-222 (2009).
  8. Klöß, S., Bouloumié, A., Mülsch, A. Aging and chronic hypertension decrease expression of rat aortic soluble guanylyl cyclase. Hypertension. 35 (1), 43-47 (2000).
  9. Csiszar, A., et al. Aging-induced phenotypic changes and oxidative stress impair coronary arteriolar function. Circulation Research. 90 (11), 1159-1166 (2002).
  10. Guo, Y., et al. Endothelial SIRT1 prevents age-induced impairment of vasodilator responses by enhancing the expression and activity of soluble guanylyl cyclase in smooth muscle cells. Cardiovascular Research. , (2018).
  11. Auch-Schwelk, W., Katusic, Z. S., Vanhoutte, P. M. Nitric oxide inactivates endothelium-derived contracting factor in the rat aorta. Hypertension. 19 (5), 442-445 (1992).
  12. Tang, E. H., Feletou, M., Huang, Y., Man, R. Y., Vanhoutte, P. M. Acetylcholine and sodium nitroprusside cause long-term inhibition of EDCF-mediated contractions. American Journal of Physiology – Heart and Circulation Physiology. 289 (6), H2434-H2440 (2005).
  13. Ghiadoni, L., et al. Endothelial function and common carotid artery wall thickening in patients with essential hypertension. Hypertension. 32 (1), 25-32 (1998).
  14. Xu, X., et al. Age-related Impairment of Vascular Structure and Functions. Aging and Disease. 8 (5), 590-610 (2017).
  15. Tabit, C. E., Chung, W. B., Hamburg, N. M., Vita, J. A. Endothelial dysfunction in diabetes mellitus: Molecular mechanisms and clinical implications. Reviews in Endocrine & Metabolic Disorders. 11 (1), 61-74 (2010).
  16. Tanaka, K., Sata, M. Roles of perivascular adipose tissue in the pathogenesis of atherosclerosis. Frontiers in Physiology. 9, 3 (2018).
  17. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
  18. Lohn, M., et al. Periadventitial fat releases a vascular relaxing factor. The FASEB Journal. 16 (9), 1057-1063 (2002).
  19. Gálvez-Prieto, B., et al. A reduction in the amount and anti-contractile effect of periadventitial mesenteric adipose tissue precedes hypertension development in spontaneously hypertensive rats. Hypertension research. 31 (7), 1415 (2008).
  20. Gao, Y. J., Lu, C., Su, L. Y., Sharma, A., Lee, R. Modulation of vascular function by perivascular adipose tissue: the role of endothelium and hydrogen peroxide. British Journal of Pharmacology. 151 (3), 323-331 (2007).
  21. Gao, Y. -. J., et al. Perivascular adipose tissue promotes vasoconstriction: the role of superoxide anion. Cardiovascular Research. 71 (2), 363-373 (2006).
  22. Szasz, T., Webb, R. C. Perivascular adipose tissue: more than just structural support. Clinical Science (London). 122 (1), 1-12 (2012).
  23. Ramirez, J. G., O’Malley, E. J., Ho, W. S. V. Pro-contractile effects of perivascular fat in health and disease. Brish Journal of Pharmacology. 174 (20), 3482-3495 (2017).
  24. Hajer, G. R., van Haeften, T. W., Visseren, F. L. Adipose tissue dysfunction in obesity, diabetes, and vascular diseases. European Heart Journal. 29 (24), 2959-2971 (2008).
  25. Mulvany, M. J., Halpern, W. Contractile properties of small arterial resistance vessels in spontaneously hypertensive and normotensive rats. Circulation Research. 41 (1), 19-26 (1977).
  26. Mulvany, M. J., Halpern, W. Mechanical properties of vascular smooth muscle cells in situ. Nature. 260 (5552), 617-619 (1976).
  27. del Campo, L., Ferrer, M. Wire myography to study vascular tone and vascular structure of isolated mouse arteries. Methods in Molecular Biology. 1339, 255-276 (2015).
  28. Dobrin, P. B. Influence of initial length on length-tension relationship of vascular smooth muscle. American Journal of Physiology. 225 (3), 664-670 (1973).
  29. Xu, C., et al. Calorie restriction prevents metabolic aging caused by abnormal SIRT1 function in adipose tissues. Diabetes. 64 (5), 1576-1590 (2015).
  30. Sheykhzade, M., Nyborg, N. C. Caliber dependent calcitonin gene-related peptide-induced relaxation in rat coronary arteries: effect of K+ on the tachyphylaxis. European Journal of Pharmacology. 351 (1), 53-59 (1998).
  31. Soltis, E. E., Cassis, L. A. Influence of perivascular adipose tissue on rat aortic smooth muscle responsiveness. Clinical and Experimental Hypertension A. 13 (2), 277-296 (1991).
  32. Lohn, M., et al. Periadventitial fat releases a vascular relaxing factor. FASEB Journal. 16 (9), 1057-1063 (2002).
  33. Fesus, G., et al. Adiponectin is a novel humoral vasodilator. Cardiovascular Research. 75 (4), 719-727 (2007).
  34. Greenstein, A. S., et al. Local inflammation and hypoxia abolish the protective anticontractile properties of perivascular fat in obese patients. Circulation. 119 (12), 1661-1670 (2009).
  35. Yudkin, J. S., Eringa, E., Stehouwer, C. D. “Vasocrine” signalling from perivascular fat: a mechanism linking insulin resistance to vascular disease. Lancet. 365 (9473), 1817-1820 (2005).
  36. Xia, N., et al. Uncoupling of endothelial nitric oxide synthase in perivascular adipose tissue of diet-induced obese mice. Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 36 (1), 78-85 (2016).
  37. Xia, N., Forstermann, U., Li, H. Effects of resveratrol on eNOS in the endothelium and the perivascular adipose tissue. Annals of the New York Academy of Sciences. 1403 (1), 132-141 (2017).
  38. Schinzari, F., Tesauro, M., Cardillo, C. Endothelial and perivascular adipose tissue abnormalities in obesity-related vascular dysfunction: novel targets for treatment. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 69 (6), 360-368 (2017).
  39. Liu, J. T., et al. Lipocalin-2 deficiency prevents endothelial dysfunction associated with dietary obesity: role of cytochrome P450 2C inhibition. British Journal of Pharmacology. 165 (2), 520-531 (2012).
  40. Martinez-Quinones, P., et al. Hypertension induced morphological and physiological changes in cells of the arterial wall. American Journal of Hypertension. 31 (10), 1067-1078 (2018).
  41. Outzen, E. M., et al. Translational value of mechanical and vasomotor properties of mouse isolated mesenteric resistance-sized arteries. Pharmacology Research and Perspectives. 3 (6), e00200 (2015).
  42. Sheykhzade, M., Simonsen, A. H., Boonen, H. C., Outzen, E. M., Nyborg, N. C. Effect of ageing on the passive and active tension and pharmacodynamic characteristics of rat coronary arteries: age-dependent increase in sensitivity to 5-HT and K+. Pharmacology. 90 (3-4), 160-168 (2012).
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Konja, D., Luo, C., Sun, W. Y., Yang, K., Man, A. W., Xu, A., Vanhoutte, P. M., Wang, Y. Assessment of Vascular Tone Responsiveness using Isolated Mesenteric Arteries with a Focus on Modulation by Perivascular Adipose Tissues. J. Vis. Exp. (148), e59688, doi:10.3791/59688 (2019).

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