Summary

Formação de esferóides da célula do ligamento periodontal humano em filmes de quitosana

Published: June 19, 2019
doi:

Summary

Aqui, nós apresentamos protocolos de cultivo de esferoides da pilha do ligamento periodontal humano (PDL) por películas do quitosana. A cultura de esferoides celulares tridimensionais (3D) fornece uma alternativa ao sistema convencional da cultura do poliestireno da cultura do tecido (TCPs).

Abstract

As pilhas do ligamento peridental (PDL) prendem a grande promessa para a regeneração peridental do tecido. Convencionalmente, as células PDL são cultivadas em substratos bidimensionais (2D), como poliestireno de cultura tecidual (TCPS). Entretanto, as mudanças características de pilhas de PDL foram observadas durante a cultura in vitro. Este fenômeno é provavelmente porque o 2D TCPS difere do in vivo tridimensional (3D) microambiente. Comparado às células cultivadas em substratos 2D, as células cultivadas em um microambiente 3D exibem mais semelhanças com as células in vivo. Portanto, os modelos de cultura de células 3D fornecem uma alternativa promissora para a cultura de células monocamada 2D convencional. Para melhorar os modelos convencionais da cultura de pilha de PDL, nós desenvolvemos recentemente um método da cultura da pilha 3D, que seja baseado na formação esferóide de pilhas de PDL em películas do quitosana. Aqui, nós apresentamos protocolos detalhados da cultura do esferóide da pilha baseados em películas do quitosana. O sistema da cultura 3D de esferoides celulares de PDL supera algumas das limitações relativas à cultura convencional da pilha da monocamada 2D, e pode assim ser apropriada produzindo pilhas de PDL com uma eficácia terapêutica realçada para a regeneração peridental futura do tecido.

Introduction

A periodontite, inicializada principalmente pela placa dentária1, caracteriza-se pelo dano dos tecidos periodontais, incluindo o ligamento periodontal (PDL), o osso alveolar e o cementum. Os tratamentos atuais para o periodontite são geralmente bem sucedidos em impedir o progresso da doença ativa, mas a regeneração de tecidos peridentais perdidos permanece um desafio clínico. Recentemente, avanços importantes foram feitos em abordagens baseadas em células para a regeneração tecidual periodontal para superar as desvantagens dos tratamentos atuais2,3,4.

Nossa revisão sistemática prévia revelou que as pilhas de PDL mostraram o grande potencial para a regeneração peridental5. Convencionalmente, as células PDL são cultivadas em substratos bidimensionais (2D), como poliestireno de cultura tecidual (TCPS). No entanto, alterações características das células PDL foram observadas durante a cultura in vitro6. Este fenômeno é provavelmente porque o 2D TCPS difere do in vivo tridimensional (3D) microambiente7. Comparado às células cultivadas em substratos 2D, as células cultivadas em um microambiente 3D exibem mais semelhanças com as células in vivo8. Portanto, os modelos de cultura de células 3D fornecem uma alternativa promissora para a cultura de células monocamada 2D convencional.

O método convencional da cultura 3D está encapsulando pilhas em biomateriais 3D. Comparado com as células encapsuladas em biomateriais 3D, os esferoides celulares imitam a situação in vivo mais de perto porque os esferóides são agregados de células que crescem livres de materiais estranhos9,10,11, 12. é relatado que os esferóides celulares promoveram BIOATIVIDADES do MSC através da preservação dos componentes da matriz extracelular (ECM), incluindo fibronectina e laminina13. Para melhorar os modelos convencionais da cultura de pilha de PDL, nós desenvolvemos recentemente um método da cultura de pilha de 3D PDL, que seja baseado na formação esferóide de pilhas de PDL em películas14do quitosana. A formação de esferóides aumentou a autorenovação e a capacidade de diferenciação osteogênica das células de PDL14. Aqui, nós apresentamos protocolos detalhados da cultura do esferóide da pilha de PDL baseados em películas do quitosana. O sistema da cultura 3D de esferoides celulares de PDL supera algumas das deficiências relativas à cultura de pilha convencional de TCPs, e pode assim ser apropriada para produzir pilhas de PDL com uma eficácia terapêutica realçada para a regeneração peridental futura do tecido.

Protocol

O protocolo do estudo foi aprovado pelo Comitê de ética da escola e hospital de Estomatologia da Universidade de Tongji. Todos os pacientes forneceram o consentimento informado escrito. 1. isolação da pilha de PDL Faça meio de proliferação para cultura de células PDL: meio α-MEM suplementado com 10% FCS e 100 U/mL Pen/Strep. Prepare um recipiente com gelo para transferir terceiros molares isolados. Esterilizar instrumentos cirúrgicos usando uma autoclave…

Representative Results

Usando o protocolo atual, os esferoides viáveis da pilha de PDL foram dados forma com sucesso. A Figura 1 mostrou que células suspensas ou esferóides em vez de células anexadas foram observadas principalmente em filmes de quitosana. Para a densidade de semeadura de 0,5 x 104 Cells/cm2, as pilhas PDL anexadas foram encontradas ocasionalmente no dia 1 e 3, e os esferoides da pilha de PDL foram observados raramente. Pelo contrário, par…

Discussion

O presente estudo introduziu um sistema de cultura de células 3D para superar algumas limitações relacionadas à cultura de células monocamada 2D convencional. De acordo com o protocolo, os esferoides celulares de PDL foram formados com sucesso cultivando pilhas em películas do quitosana. Nosso estudo prévio relatou que a formação de esferóides aumentou a autorenovação e as capacidades de diferenciação osteogênica das células PDL14. Em vez de usar uma enzima para colher células de …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este estudo foi patrocinado pela National natural Science Foundation of China (NSFC 81700978), fundos de pesquisa fundamental para as universidades centrais (1504219050), Fundação de ciência natural de Xangai (17ZR1432800), e Shanghai Medical Exploration Project ( 17411972600).

Materials

α-MEM Gibco 11900-073
acetic acid  Sigma-Aldrich 64197
Cell culture flask 25 cm2 Corning 430639
Cell culture flask 75 cm2 Corning 430641
Chitosan Heppe Medical Chitosan GmbH / molecular weight 500 kDa, degree of deacetylation 85%
FCS Gibco 26140-079
Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit Molecular Probes L3224
NaOH Sigma-Aldrich 1310732
PBS KeyGen Biotech  KGB5001
pen/strep Gibco 15140-122
Trypsin/EDTA  KeyGen Biotech  KGM25200
15 mL conical centrifuge tube Corning 430790
24-well plate Corning 3524

Referências

  1. Albandar, J. M. Epidemiology and risk factors of periodontal diseases. Dental Clinics of North America. 49 (3), 517-532 (2005).
  2. Bartold, P. M., McCulloch, C. A., Narayanan, A. S., Pitaru, S. Tissue engineering: a new paradigm for periodontal regeneration based on molecular and cell biology. Periodontology 2000. 24, 253-269 (2000).
  3. Chen, F. M., Jin, Y. Periodontal tissue engineering and regeneration: current approaches and expanding opportunities. Tissue Engineering Part B Review. 16 (2), 219-255 (2010).
  4. Yu, N., et al. Enhanced periodontal tissue regeneration by periodontal cell implantation. Journal of Clinical Periodontology. 40 (7), 698-706 (2013).
  5. Yan, X. Z., Yang, F., Jansen, J. A., de Vries, R. B., van den Beucken, J. J. Cell-Based Approaches in Periodontal Regeneration: A Systematic Review and Meta-Analysis of Periodontal Defect Models in Animal Experimental Work. Tissue Engineering Part B Review. 21 (5), 411-426 (2015).
  6. Itaya, T., et al. Characteristic changes of periodontal ligament-derived cells during passage. Journal of Periodontal Research. 44 (4), 425-433 (2009).
  7. Zhang, J., Li, B., Wang, J. H. The role of engineered tendon matrix in the stemness of tendon stem cells in vitro and the promotion of tendon-like tissue formation in vivo. Biomaterials. 32 (29), 6972-6981 (2011).
  8. Elliott, N. T., Yuan, F. A review of three-dimensional in vitro tissue models for drug discovery and transport studies. Journal of Pharmaceutical Sciences. 100 (1), 59-74 (2011).
  9. Fennema, E., Rivron, N., Rouwkema, J., van Blitterswijk, C., de Boer, J. Spheroid culture as a tool for creating 3D complex tissues. Trends in Biotechnology. 31 (2), 108-115 (2013).
  10. Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
  11. Yeh, Y. C., et al. Cardiac repair with injectable cell sheet fragments of human amniotic fluid stem cells in an immune-suppressed rat model. Biomaterials. 31 (25), 6444-6453 (2010).
  12. Kabiri, M., et al. 3D mesenchymal stem/stromal cell osteogenesis and autocrine signalling. Biochemical and Biophysical Research Communications. 419 (2), 142-147 (2012).
  13. Lee, J. H., Han, Y. S., Lee, S. H. Long-Duration Three-Dimensional Spheroid Culture Promotes Angiogenic. Activities of Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells. Biomolecules & therapeutics. 24 (3), 260-267 (2016).
  14. Yan, X. Z., van den Beucken, J., Yuan, C., Jansen, J. A., Yang, F. Spheroid formation and stemness preservation of human periodontal ligament cells on chitosan films. Oral Diseases. 24 (6), 1083-1092 (2018).
  15. Meli, L., Jordan, E. T., Clark, D. S., Linhardt, R. J., Dordick, J. S. Influence of a three-dimensional, microarray environment on human Cell culture in drug screening systems. Biomaterials. , (2012).
  16. LaRue, K. E., Khalil, M., Freyer, J. P. Microenvironmental regulation of proliferation in multicellular spheroids is mediated through differential expression of cyclin-dependent kinase inhibitors. Pesquisa do Câncer. 64 (5), 1621-1631 (2004).
  17. Tsai, A. C., Liu, Y., Yuan, X., Ma, T. Compaction, fusion, and functional activation of three-dimensional human mesenchymal stem cell aggregate. Tissue Engineering Part A. 21 (9-10), 1705-1719 (2015).
  18. Cesarz, Z., Tamama, K. Spheroid Culture of Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells International. 2016, 9176357 (2016).
  19. Tong, J. Z., Sarrazin, S., Cassio, D., Gauthier, F., Alvarez, F. Application of spheroid culture to human hepatocytes and maintenance of their differentiation. Biology of the Cell. 81 (1), 77-81 (1994).
  20. Lee, W. Y., et al. The use of injectable spherically symmetric cell aggregates self-assembled in a thermo-responsive hydrogel for enhanced cell transplantation. Biomaterials. 30 (29), 5505-5513 (2009).
  21. Frith, J. E., Thomson, B., Genever, P. G. Dynamic three-dimensional culture methods enhance mesenchymal stem cell properties and increase therapeutic potential. Tissue Engineering Part C Methods. 16 (4), 735-749 (2010).
  22. Wang, W., et al. 3D spheroid culture system on micropatterned substrates for improved differentiation efficiency of multipotent mesenchymal stem cells. Biomaterials. 30 (14), 2705-2715 (2009).
  23. Miyagawa, Y., et al. A microfabricated scaffold induces the spheroid formation of human bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells and promotes efficient adipogenic differentiation. Tissue Engineering Part A. 17 (3-4), 513-521 (2011).
  24. Bartosh, T. J., et al. Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (31), 13724-13729 (2010).
  25. Baraniak, P. R., McDevitt, T. C. Scaffold-free culture of mesenchymal stem cell spheroids in suspension preserves multilineage potential. Cell and Tissue Research. 347 (3), 701-711 (2012).
  26. Rabea, E. I., Badawy, M. E., Stevens, C. V., Smagghe, G., Steurbaut, W. Chitosan as antimicrobial agent: applications and mode of action. Biomacromolecules. 4 (6), 1457-1465 (2003).
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Citar este artigo
Yan, X., Ran, X., Xia, S., Yang, Y., Zhou, M., Yuan, C., Luo, L. Formation of Human Periodontal Ligament Cell Spheroids on Chitosan Films. J. Vis. Exp. (148), e59855, doi:10.3791/59855 (2019).

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