Modello di trapianto aortico cervicale murine utilizzando una tecnica di manette non sutura modificata
Summary
Qui, presentiamo un protocollo di trapianto aortico eterotopico nei topi utilizzando la tecnica del bracciale non-suture in un modello di murino cervicale. Questo modello può essere utilizzato per studiare la patologia sottostante della vasculopatia allotrapianto cronica (CAV) e può aiutare a valutare nuovi agenti terapeutici al fine di prevenirne la formazione.
Abstract
Con l’introduzione di potenti protocolli immunosoppressivi, sono possibili progressi distinti nella prevenzione e nella terapia degli episodi di rigetto acuto. Tuttavia, negli ultimi decenni si è potuto osservare solo un lieve miglioramento dei risultati a lungo termine degli organi solidi trapiantati. In questo contesto, la vasculopatia cronica allotrapianto (CAV) rappresenta ancora la principale causa di insufficienza di organi tardiva nel trapianto cardiaco, renale e polmonare.
Finora, la patogenesi di fondo dello sviluppo di CAV rimane poco chiara, spiegando perché attualmente mancano strategie di trattamento efficaci e sottolineando la necessità di modelli sperimentali pertinenti al fine di studiare la fisiopatologia sottostante che porta a formazione di CAV. Il seguente protocollo descrive un modello di trapianto aortico cervicale eterotopico murno utilizzando una tecnica di polsino non sutura modificata. In questa tecnica, un segmento dell’aorta toracica è interposto nella giusta arteria carotide comune. Con l’uso della tecnica del bracciale non-sutura, è possibile stabilire un modello facile da imparare e riproducibile, riducendo al minimo la possibile eterogeneità delle microantomosi vascolari suturate.
Introduction
Negli ultimi sei decenni, il trapianto di organi solidi si è evoluto da una procedura sperimentale a uno standard di cura per il trattamento del fallimento dell’organo allo stadio finale1. A causa del miglioramento degli agenti antimicrobici, delle tecniche chirurgiche e dell’avanzamento nei reggimenti immunosoppressivi, il tasso di successo precoce del trapianto di organi solidi è aumentato significativamente negli ultimi decenni2.
Tuttavia, i tassi di sopravvivenza all’innesto a lungo termine non sono migliorati in modo significativo nello stesso modo3. Lo sviluppo di CAV è il principale fattore che limita la sopravvivenza a lungo termine4,5,6. Questa patologia è caratterizzata dalla formazione di uno strato neointimale concentrico costituito da cellule muscolari lisce, che porta al progressivo restringimento del vaso e alla perffusione consecutiva dell’organo solido trapiantato. Nei pazienti trapiantati di cuore, le lesioni CAV possono essere diagnosticate in fino al 75% dei pazienti 3 anni dopo il trapianto7.
La fisiofisiologia del CAV non è ancora del tutto compresa. Sembra essere correlato a numerosi fattori immunologici e non immunologici, che portano a danni endoteliali con conseguente attivazione endoteliale e disfunzione8. Finora non esiste alcuna opzione di trattamento causale per la prevenzione del CAV, sottolineando la necessità di un modello animale piccolo riproducibile al fine di studiare la formazione e la potenziale terapia del CAV.
Con l’uso di modelli di trapianto aortico murino, CAV come lesioni può essere visto 4 settimane dopo il trapianto. Queste lesioni sono costituite principalmente da cellule muscolari lisce vascolari, in tal modo, simile alla patologia umana. A causa di un’ampia varietà di topi transgenici e abbattuti, l’uso di modelli murini nelle patologie associate al trapianto offre un’opportunità unica per identificare nuove opzioni terapeutiche e comprenderne lo sviluppo. A causa del piccolo diametro dei vasi trapiantati, tuttavia, l’uso di modelli murini è comunemente associato a lunghe curve di apprendimento e un alto tasso di complicanza iniziale9. Con l’introduzione della tecnica del bracciale non-sutura, questa parte più impegnativa dell’operazione può essere facilitata e il diametro dell’anastomosi è mantenuto costante10,11.
Protocol
Representative Results
Discussion
La vasculopatia allotrapianto cronica è la causa principale della perdita tardiva dell’innesto dopo il trapianto di organi solidi del cuore e probabilmente allotrapianti renali e polmonari8. Finora, non è stato possibile sviluppare alcun regime terapeutico causale al fine di prevenire la formazione di CAV.
La fisiofisiologia del CAV è multifattoriale e coinvolge gli aspetti immunologici e non immunologici16. L’uso di modelli di roditori nei tr…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
nessuno.
Materials
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps – Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors – Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
Referências
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation – An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
