Murine chirurgisches Modell der topischen Elastase induzierte absteigende Thorax Aortenaneurysm
Summary
Wir beschreiben ein chirurgisches Protokoll, um bei Mäusen konsequent robuste absteigende thorakale Aortenaneurysmen zu induzieren. Das Verfahren beinhaltet linke Thorakotomie, thorakale Aorta-Exposition und Platzierung eines Schwamms, der in schweinepankreasischer Elastase auf der Aortenwand getränkt ist.
Abstract
Nach Angaben des Center for Disease Control wurden Aortenaneurysmen (AAs) von 1999 bis 2016 in allen Rassen und beibeiden Geschlechtern als eine der Haupttodesursachen angesehen. Ein Aneurysmus bildet sich als Folge der fortschreitenden Schwächung und eventuellen Erweiterung der Aorta, die brechen oder reißen kann, sobald sie einen kritischen Durchmesser erreicht. Aneurysmen der absteigenden Aorta in der Brust, genannt absteigende thorakale Aortenaneurysmen (dTAA), machen einen großen Teil der Aneurysmenfälle in den Vereinigten Staaten aus. Der nicht enthaltene dTAA-Bruch ist fast überall tödlich, und die Wahlreparatur hat eine hohe Morbiditäts- und Sterblichkeitsrate. Der Zweck unseres Modells ist es, dTAA gezielt zu untersuchen, die Pathophysiologie von dTAA aufzuklären und nach molekularen Zielen zu suchen, um das Wachstum zu stoppen oder die Größe von dTAA zu reduzieren. Durch ein murines Modell, um die Thoraxpathologie genau zu untersuchen, können gezielte Therapien entwickelt werden, um dTAA gezielt zu testen. Das Verfahren basiert auf der Platzierung der Schweinepankrease (PPE) direkt auf der äußeren murinen Aortenwand nach chirurgischer Exposition. Dies erzeugt eine destruktive und entzündliche Reaktion, die die Aortenwand schwächt und eine Aneurysmusbildung über Wochen bis Monate ermöglicht. Obwohl murine Modelle Grenzen besitzen, erzeugt unser dTAA-Modell robuste Aneurysmen von vorhersehbarer Größe. Darüber hinaus kann dieses Modell verwendet werden, um genetische und pharmazeutische Ziele zu testen, die das dTAA-Wachstum aufhalten oder einen Bruch verhindern können. Bei menschlichen Patienten könnten Interventionen wie diese dazu beitragen, Aneurysmusbrüche und schwierige chirurgische Eingriffe zu vermeiden.
Introduction
Der Zweck dieser Methode ist es, die Entwicklung, Pathophysiologie und strukturelle Veränderungen in der murinen absteigenden thorakalen Aorta während der Aortenaneurysmbildung zu untersuchen. Unser Modell bietet eine reproduzierbare und konsistente Methode zur Induzieren von thorakalen Aortenaneurysmen (dTAA) bei Mäusen und ermöglicht so die Prüfung verschiedener genetischer und pharmakologischer Inhibitoren. Diese Arbeit kann helfen, Medikamente und Gen-Therapien zu identifizieren, die in eine praktikable Behandlungsstrategie für Menschen mit dTAA-Krankheit übersetzt werden könnten.
dTAAs bilden sich, wenn die Wand der Thoraxaorta geschwächt wird und sich im Laufe der Zeit ausdimiert, bis ein kritischer Durchmesser erreicht wird, wenn dann reißen oder brechen kann. Klinisch kann dTAA im Stillen voranschreiten und an Größe zunehmen, bis die Struktur der Aortenwand so verzerrt ist, dass sie schließlich versagt, mit katastrophalen Folgen. In der Regel entwickeln sich die Symptome nur, wenn das Aneurysm eine gefährliche Größe erreicht hat (100-150% Dilatation) und ein hohes Risiko für Sezieren oder Brechen1,2ist. dTAA-Ruptur ist fast universell tödlich3, und elektive chirurgische Reparatur trägt erhebliche Morbidität4,5. Darüber hinaus tragen die meisten Patienten die Diagnose eines Aortenaneurysms für ca. 5 Jahre vor der chirurgischen Reparatur6,7. Dieses Fenster ist ein geeigneter Zeitpunkt, um nicht-chirurgisch einzugreifen. Daher sind medizinische Therapien zur Behandlung oder Verlangsamung des Fortschreitens von dTAA erforderlich und würden einen bedeutenden Fortschritt auf dem Gebiet der Aneurysmenforschung darstellen. Derzeit gibt es keine medizinischen Behandlungen für dTAA, vor allem wegen eines unvollständigen Verständnisses der dTAA Pathogenese.
In den letzten 20 Jahren wurden mehrere dTAA-Tiermodelle entwickelt, aber jedes dieser Modelle unterscheidet sich von unseren eigenen und hat keine robusten Aneurysmen produziert. Ein murines dTAA-Modell, das unserem am ähnlichsten ist, wurde von Ikonomidis et al.8entwickelt, das die direkte Anwendung von CaCl2 auf die Adventitia der Aorta beinhaltet. Obwohl unser Modell von vielen der von Ikonomidis festgelegten Techniken angepasst wurde, ist unser Modell auf drei verschiedene Arten einzigartig. Erstens ist die Aorta in unserem Modell 3-5 Minuten lang der topischen Elastase ausgesetzt, verglichen mit 15 Minuten CaCl2 Exposition. Zweitens tritt eine aortenhafte Dilatation in 2 Wochen auf, verglichen mit 16 Wochen im CaCl 2-Modell. Schließlich erzeugt unser Modell konsequent Aneurysmen von ca. 100% Dilatation, im Vergleich zu den aortenförmigen Dilatationen von 20-30% durch CaCl2 Anwendung produziert (die nicht wirklich als Aneurysmen betrachtet werden, da sie als eine Erhöhung der Aorten Durchmesser >50%). Es gibt andere nicht-chirurgische murinische Modelle der Aneurysmenbildung, wie die Apo E Knockout Maus, die robuste Aneurysmen mit Infusion von Angiotensin II bilden. Diese Mäuse entwickeln jedoch suprarenale oder aufsteigende thorakale Aortenaneurysmen anstelle von Aneurysmen speziell in der absteigenden Thoraxaorta9,10.
Der Grund für dieses Protokoll ist, eine einfache, kostengünstige und zeitgerechte Möglichkeit zu haben, dTAA in einem murinen Modell zu studieren. Das Mausmodell bietet eine einzigartige Gelegenheit, viele genetische und zellspezifische Knockouts zu nutzen, die bei anderen Gefäßerkrankungen wirkungsvoll sind. Die Verwendung unseres spezifischen TAA-Modells wurde gut aufgenommen und Experimente, die es verwenden, wurden in den Fachzeitschriften11,12veröffentlicht. Bis zu diesem Punkt wurde das Modell verwendet, um mögliche genetische und pharmakologische Behandlungen zu untersuchen, die eine signifikante Wirkung in der Bauchaortenaneurysm (AAA) murinen Modelle hatten; Da unser Labor jedoch den Einsatz des dTAA-Modells erweitert hat, finden wir Ziele, die für die dTAA-Bildung einzigartig sind und als gezielte Therapien beim Menschen eingesetzt werden könnten.
Dieses Modell eignet sich am besten für Labore mit murinen mikrochirurgischen Fähigkeiten. Obwohl es technisch anspruchsvoll ist, kann es auch von Forschern ohne vorherige chirurgische Erfahrung konsequent ausgeführt werden. Für einen Forscher ohne murine chirurgische Erfahrung kann das Modell in etwa 20 operativen Sitzungen (oder etwa 50 Mäusen) gemeistert werden. Für den Forscher mit vorheriger chirurgischer Erfahrung kann das Modell in 5 operativen Sitzungen (ca. 20 Mäuse) gemeistert werden. Wir glauben, dass mit einem hochwertigen Video die Zeit zur Beherrschung weiter reduziert werden kann. Nach Erreichen der Befähigung kann der Eingriff in 35 Minuten für die Operation und 20 Minuten für die Endernte abgeschlossen werden. Die Chirurgen in unserem Labor können 10-12 volle Operationen pro Tag durchführen, mit einer operativen Sterblichkeitsrate von 5-10%. Die häufigste Todesursache ist Lungenverletzung beim Eintritt in die Brust, Anästhesietoxizität oder Riss der Aorta während der Zerlegung. Neben der dTAA-Forschung dient dieses Modell auch als Leitfaden für einen sicheren und einfachen Zugang zur Thoraxaorta und zum Lungenhilum für Forscher, die andere Eingriffe in die Brust untersuchen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die Thorax- und Bauchaorta sind zellulär und embryologisch verschieden, was für die aneurysmale Erkrankung14,15,16relevant ist. Daher ist ein spezifisches Tiermodell zur Untersuchung von TAA erforderlich. Obwohl andere murine dTAA-Modelle veröffentlicht wurden8, ist unser Modell das einzige Modell, um absteigende thorakale aortenhafte Dilatation zu schaffen, die wirklich aneurysmal angesehen werden kan…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wurde durch AHA Scientist Development Grant 14SDG18730000 (M.S.), NIH K08 HL098560 (G.A.) und RO1 HL081629 (G.R.U.) Stipendien unterstützt. Dieses Projekt wurde von der Thoracic Surgery Foundation for Research and Education (TSFRE) Research Grant (PI: G. Ailawadi) unterstützt. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die Ansichten des NHLBI oder des TSFRE dar. Wir danken Anthony Herring und Cindy Dodson für ihr Wissen und ihr technisches Know-how.
Materials
| Angiocatheter (22G) | Used for ET Tube | ||
| Dumont Tweezers; Pattern #7 x2 | Roboz | RS-4982 | |
| Graefe Tissue Forceps | Roboz | RS-5158 | |
| Harms Forceps x2 | Roboz | RS-5097 | |
| Intracardiac Needle Holder; Extra Delicate; Carbide Jaws; 7" Length | Roboz | RS-7800 | |
| KL 1500 LED Light Source | Leica | 150-400 | |
| M205A Dissction Microscope | Leica | CH 94-35 | |
| Iris Scissors, 11cm, Tungsten Carbide | World Precision Instruments | 500216-G | |
| Metal Clip board | Use with the Mouse Retractor Set | ||
| Mouse Retractor Set | Kent | SURGI-5001 | Need 2 short and 1 tall fixators |
| Mouse Ventilator MiniVent Type 845, 115 V, Power Supply with US Connector | Harvard Apparatus | 73-0043 | MiniVent Ventilator for Mice (Model 845), Single Animal, Volume Controlled |
| Sigma Aldrich | Elastase from porcine pancreas | E0258-50MG | Can be purchased in various size bottles |
| Small Vessel Cauterizer Kit | Fine Science Tools | 18000-00 | Recommend using rechargable AA batteries |
| Spring Scissors, 10.5cm | World Precision Instruments | 14127 | |
| Steril Swabs (Sponges) | Sugi | 31603 | Can be cut to size |
| Surgi Suite Surgical Platform | Kent | Attach to clip board | |
| Tech IV Isoflurane Vap | Jorgensen Laboratories | J0561A | Anesthesia vaporizer |
Referências
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