Summary

Stereotaxic kirurgi för implantation av Mikroelektrodmatriser i den gemensamma Marmoset (Callithrix jacchus)

Published: September 29, 2019
doi:

Summary

Detta arbete presenterar ett protokoll för att utföra en stereotaxic, Neurokirurgisk implantation av mikroelektrodmatriser i den gemensamma Marmoset. Denna metod möjliggör specifikt elektrofysiologiska inspelningar i fritt beter djur men kan lätt anpassas till någon annan liknande neurokirurgiska ingrepp i denna art (t. ex. kanyl för läkemedelsadministrering eller elektroder för hjärnstimulering).

Abstract

Marmosets (Callithrix jacchus) är små icke-mänskliga primater som ökar i popularitet inom biomedicinsk och preklinisk forskning, inklusive Neurosciences. Phylogenetiskt, dessa djur är mycket närmare människor än gnagare. De visar också komplexa beteenden, inklusive ett brett spektrum av vocalizations och sociala interaktioner. Här beskrivs ett effektivt stereotaxic neurokirurgiskt ingrepp för implantation av inspelnings elektroder i den gemensamma Goeldisapa. Detta protokoll specificerar också de pre-och postoperativa steg av djuromsorg som krävs för att framgångsrikt utföra en sådan operation. Slutligen, detta protokoll visar ett exempel på lokala fält potential och Spike aktivitet inspelningar i en fritt beter Goeldisapa 1 vecka efter det kirurgiska ingreppet. Sammantaget ger denna metod en möjlighet att studera hjärnans funktion i vaken och fritt beter sig marmosets. Samma protokoll kan lätt användas av forskare som arbetar med andra små primater. Dessutom kan det lätt modifieras för att tillåta andra studier som kräver implantat, såsom stimulerande elektroder, mikroinjektioner, implantation av optroder eller guide kanyl, eller ablation av diskreta vävnads områden.

Introduction

Vanliga silkesapor (Callithrix jacchus) vinner erkännande som en viktig modellorganism inom många forskningsområden, inklusive neurovetenskap. Dessa nya världen primater utgör en viktig kompletterande djurmodell till både gnagare och andra icke-mänskliga primater (NHPs), såsom Rhesus macaque. Som gnagare, dessa djur är små, lätt att manipulera, och relativt ekonomiskt att ta hand om och föda upp1,2,3,4, jämfört med större NHPS. Dessutom har dessa djur en benägenhet för vänortssamarbete och hög fecunditet i förhållande till andra NHPS1,2,3. En annan fördel som Goeldisapa har över många andra primater är att moderna molekylärbiologi verktyg3,4,5,6,7 och en sekvenserade Genome2 ,3,4,5,8 har använts för att genetiskt modifiera dem. Både Knock-in djur med lentivirus5, och knock-out djur med zink-finger nukleaser (zfns) och transkription Activator-liknande effektor nukleaser (talens)7, har gett livskraftiga grundare djur.

En fördel i förhållande till gnagare är att marmosets, som primater, är phylogenetiskt närmare människor3,5,6,9,10,11. Liksom människor, silkesapor är dagaktiva djur som är beroende av en högt utvecklad visuellt system för att vägleda mycket av deras beteende10. Ytterligare, silkesapor uppvisar beteendemässig komplexitet, inklusive ett brett spektrum av sociala beteenden såsom användning av olika vocalizations3, gör det möjligt för forskare att ta itu med frågor som inte är möjliga i andra arter. Ur ett neurovetenskapligt perspektiv, silkesapor har Lissencefali hjärnor, till skillnad från de mer vanliga Rhesus makak9. Dessutom, silkesapor har ett centralt nervsystem som liknar människor, inklusive en mer högt utvecklad prefrontala cortex9. Tillsammans, alla dessa egenskaper positionera silkesapor som en värdefull modell för att studera hjärnans funktion i hälsa och sjukdom.

En vanlig metod för att studera hjärnans funktion innebär att implantera elektroder på anatomiskt specifika platser med hjälp av stereotaxic neurokirurgi. Detta låter för chronical inspelning av den neural aktiviteten i olikt uppsätta som mål områden i vaken och som beter fritt djur12,13. Stereotaxic neurokirurgi är en oumbärlig teknik som används i många linjer av forskning, eftersom det möjliggör exakt inriktning av neuroanatomiska regioner. Jämfört med makak och gnagare litteratur, det finns färre publicerade studier som beskriver stereotaxic neurokirurgi specifika för Marmoset, och de tenderar att ge glesa detalj av de steg som ingår i operationen. Dessutom, de med större detaljfokus främst på förfaranden för elektrofysiologi inspelning i head-återhållsamma djur14,15,16,17.

För att underlätta ett bredare antagande av silkesapor som modellorganism i neurovetenskap forskning, definierar den nuvarande metoden specifika steg som krävs för en lyckad stereotaxic neurokirurgi hos denna art. Förutom implantation av inspelnings kedjor, som beskrivs i denna metod, kan samma teknik anpassas för många andra experimentella ändar, inklusive implantation av stimulerande elektroder för behandling av sjukdomar18 eller causally körning krets beteende19; implantation av guide kanyl för extraktion och kvantifiering av signalsubstanser20, injektioner av reagenser, inklusive de för att inducera sjukdomsmodeller12 eller för krets spårnings studier15; ablation av diskreta vävnads regioner21; implantation av optroder för optogenetiska studier22; implantation av optiska fönster för kortikal Mikroskopisk analys23; och implantation av elektrokortikografiska (ECoG) arrayer24. Således är det övergripande målet för detta förfarande att beskriva de kirurgiska steg som ingår i implantation av mikroelektrodmatriser för kroniska elektrofysiologiska inspelningar i fritt beter sig marmosets.

Protocol

Djurförsök utfördes i enlighet med National Institutes of Health Guide för vård och användning av försöksdjur och godkänts av Santos Dumont Institute etikkommittén (protokoll 02/2015AAS). 1. förberedelse av kirurgi Anslut varje elektrod disk till en elektrodhållare som är kompatibel med den stereotaxic-ram som ska användas. Anslut en elektrodhållare till stereotaxic micromanipulator och Ställ in en mikrokabel till de interfonetiska koordinaterna. Upprepa det…

Representative Results

Syftet med denna studie var att beskriva en stereotaxic neurokirurgiska ingrepp för implantation av mikroelektrodmatriser för elektrofysiologiska inspelningar i den gemensamma Marmoset. En typisk kirurgi (från anestesi induktion till anestesi återhämtning) kommer att pågå i cirka 5 − 7 h, beroende på antalet matriser implanteras. Här var två matriser symmetriskt implanterade, en i varje hjärnhalva. Varje array innehöll 32 rostfria microwires arrangerade i sju buntar som riktar sig till flera strukturer i ba…

Discussion

Detta arbete ger en detaljerad beskrivning av de förfaranden som ingår i implantation av mikroelektrod inspelnings arrayer i Goeldisapa hjärnan. Samma protokoll kan lätt användas när implantera elektroder, vare hemlagad eller kommersiellt tillgänglig, i andra små primater. Dessutom, det kan lätt anpassas för andra experimentella ändar som kräver exakt inriktning av hjärnans strukturer. Därför är detta protokoll målmedvetet vagt när det gäller stereotaxic-koordinater och kranialborrnings tekniker, efter…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författarna skulle vilja tacka Bernardo Luiz för teknisk assistans med filmning och redigering. Detta arbete stöddes av Santos Dumont Institute (ISD), brasilianska undervisningsministeriet (MEC) och Coordenação de Aperfeiçoamento de pessoal de Nível Superior (CAPES).

Materials

Equipments
683 Small Animal Ventilator Harvard Apparatus, Inc. 55-0000
Anesthesia Assembly BRASMED COLIBRI
Barber Clippers Mundial HC-SERIES
Dental Drill Norgen B07-201-M1KG
Homeothermic Heating Pad and Monitor Harvard Apparatus, Inc. 50-7212
Marmoset Stereotaxic Frame Narishige Scientific Instrument Lab SR-6C-HT
Patient Monitor and Pulse Oximeter Bionet Co., Ltd BM3
Stereotaxic Micromanipulator Narishige Scientific Instrument Lab SM-15R
Surgical Microscope Opto SM PLUS IBZ
Instruments
Allis tissue forceps Sklar 36-2275
Alm Retractor, rounded point, 4×4 teeth Rhosse RH11078
Angled McPherson Forceps Oftalmologiabr 11301A
Curved Surgial Scissors Harvard Apparatus, Inc. 72-8422
Curved Tissue Forceps Sklar 47-1186
Delicate Dissection forceps WPI WP5015
Dental Drill Bit Microdont ISO.806.314.001.524.010
Essring Tissue Forceps Sklar 19-2460
FG 1/4 Dental Drill Bit Microdont ISO.700.314.001.006.005
Halsey Needle Holder WPI 15926-G
Halstead Mosquito forceps WPI 503724-12
Hemostatic Forceps, Straight Sklar 17-1260
Jewler Forceps Sklar 66-7436
McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point Argos Instrumental ARGOS-4004
Pereosteal Raspatory Golgran 38-1
Scalpal Handle Harvard Apparatus, Inc. 72-8354
Screwdrivers Eurotool SCR-830.00
Sodering Iron Hikari 21K006
Surgical Scissor Harvard Apparatus, Inc. 72-8400
Toothed forceps WPI 501266-G
Disposables/Single Use
1 ml sterile syringe with 26 G needle Descarpack 7898283812785
130 cm x 140 cm surgical field, presterilized ProtDesc 7898467276344
24G Needle, presterilized Descarpack 7898283812846
50 cm x 50 cm surgical field, presterilized Esterili-med 110100236
Cotton Tipped Probes, Presterilized Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD 23007
Cotton tipped Qutips Higie Topp 7898095296063
Electrode Array Home made
Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm Solidor 7898913077201
Tinned copper wire, 0.15 mm diameter
M1.4×3 Stainless steel screws USMICROSCREW M14-30M-SS-P
Medical Tape Missner 7896544910102
Nylon surgical sutures Shalon N540CTI25
Scalpal Blade, presterilized AdvantiVe 1037
solder Kester SN63PB37
Sterile Saline 0.9% Isofarma 7898361700041
Sterile Surgical Gloves Maxitex 7898949349051
Sterile Surgical Gown ProtDesc 7898467281208
Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized Héika 7898488470315
Gelfoam Pfizer
Drugs/Chemicals
0.25mg/ml Atropine Isofarma
10% Lidocaine Spray Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. 7896676405644
2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic Chemitec 0137-02
Dexametasona Veterinary Anti inflammatory MSD R06177091A-00-15
Hydrogen Peroxide Farmax 7896902211537
Isoflourane BioChimico 7897406113068
Jet Acrylic polymerization solution Artigos Odontológicos Clássico
Jet Auto Polymerizing Acrylic Artigos Odontológicos Clássico
Ketamine 10% Syntec
Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic SS White 7892525041049
Povidone-Iodine solutiom Farmax 7896902234093
Riohex 2% surgical Soap Rioquímica 7897780209418
Silver Paint SPI Supplies 05002-AB
Tramadol chloride 50 mg/ml União Química 7896006245452
Refresh gel (polyacrylic acid) Allergan

Referências

  1. Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
  2. Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
  3. Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
  4. Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
  5. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  6. Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
  7. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  8. Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
  9. Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
  10. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  11. Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
  12. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  13. MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
  14. Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
  15. Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
  16. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
  17. Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
  18. Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
  19. Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
  20. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  21. Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
  22. Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
  23. Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
  24. Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. . Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , (2008).
  25. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  26. Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson’s disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
  27. Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
  28. Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
  29. Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
  30. Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
  31. Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
  32. Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. . State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , (2008).
  33. Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. . The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).
  34. Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
  35. Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
  36. Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
  37. Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
  38. Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
  39. Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
  40. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
check_url/pt/60240?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Budoff, S. A., Rodrigues Neto, J. F., Arboés, V., Nascimento, M. S. L., Kunicki, C. B., Araújo, M. F. P. d. Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus). J. Vis. Exp. (151), e60240, doi:10.3791/60240 (2019).

View Video