Preparación de las propagaciones del cromosoma meiótico a partir de espermacitos de peces cebra
Summary
Las propagaciones de superficies nucleares son una herramienta indispensable para estudiar los eventos cromosómicos durante la meiosis. Aquí demostramos un método para preparar y visualizar cromosomas meióticos durante la profase I a partir de espermacitos de peces brabra.
Abstract
La meiosis es el proceso celular clave necesario para crear gametos haploides para la reproducción sexual. Los organismos modelo han sido fundamentales para comprender los eventos cromosómicos que tienen lugar durante la profase meiótica, incluidos los eventos de emparejamiento, sinapsis y recombinación que aseguran la segregación cromosómica adecuada. Mientras que el ratón ha sido un modelo importante para entender los mecanismos moleculares subyacentes a estos procesos, no todos los eventos meióticos en este sistema son análogos a la meiosis humana. Recientemente demostramos el emocionante potencial del pez cebra como modelo de espermatogénesis humana. Aquí describimos, en detalle, nuestros métodos para visualizar cromosomas meióticos y proteínas asociadas en preparaciones de propagación cromosómica. Estas preparaciones tienen la ventaja de permitir el análisis de alta resolución de las estructuras cromosómicas. En primer lugar, describimos el procedimiento para disección de testículos de peces cebra adultos, seguido de disociación celular, lisis y propagación de los cromosomas. A continuación, describimos el procedimiento para detectar la localización de proteínas cromosómicas meióticas, mediante la detección de inmunofluorescencia, y secuencias de ácido nucleico, mediante hibridación in situ por fluorescencia (FISH). Estas técnicas comprenden un conjunto útil de herramientas para el análisis citológico de la arquitectura de la cromatina meiótica en el sistema de peces cebra. Los investigadores de la comunidad de peces cebra deben ser capaces de dominar rápidamente estas técnicas e incorporarlas a sus análisis estándar de la función reproductiva.
Introduction
La reproducción sexual procede a través de la combinación de dos gametos haploides, cada uno llevando la mitad del complemento cromosómico de una célula somática. La meiosis es una división celular especializada que produce gametos haploides a través de una ronda de replicación del ADN y dos rondas sucesivas de segregación cromosómica. En la profase I, los cromosomas homólogos (homólogos) deben someterse a emparejamiento, recombinación y sinapsis, el último de los cuales se caracteriza por la formación del complejo sinntántmal que comprende dos ejes homólogos puenteados por el filamento transversal, Sycp1(Figura 1A,B). La falta de ejecución adecuada de estos procesos puede conducir a la producción de gametos aneuploides, que son una causa principal de abortos espontáneos en los seres humanos1. Nuestro conocimiento de la coordinación entre emparejamiento, recombinación y sinapsis ha sido facilitado por estudios en una amplia gama de organismos, como levadura, C. elegans,ratón, y Drosophila,entre otros2. Si bien el proceso general de emparejamiento cromosómico homólogo seguido de segregación está bien conservado, su dependencia de la recombinación y la sinapsis y el orden de estos eventos varía.
La formación meiotica de rotura de doble cadena (DSB), que inicia una recombinación homóloga, se produce cerca de telómeros agrupados en el ramo durante el leptoteno y la sinapsis se produce poco después de3,4. Esta configuración de la formación DSB y la iniciación de la sinapsis es también una característica de la meiosis masculina en los seres humanos pero no en el ratón5,6,7,8, lo que sugiere que el pez cebra puede servir como modelo para la espermatogénesis humana. También hay varias ventajas prácticas de estudiar la meiosis de pez cebra. Tanto los machos como las hembras se someten a gametogénesis a lo largo de la edad adulta, sus gónadas son fácilmente accesibles, y cientos de crías se generan a partir de una sola cruz. Además, los embriones son transparentes y se desarrollan externamente, lo que facilita la detección precoz de aberraciones en el desarrollo embrionario debido a los gametos aneuploides3,9. Las desventajas de utilizar peces cebra son que son lentos para alcanzar la madurez sexual (60 días) y la cantidad de material necesario para las propagaciones de superficie nuclear debe recogerse de 10-20 animales adultos, dependiendo de su tamaño.
Las preparaciones de propagación cromosómica meiótica son una herramienta vital para estudiar la dinámica cromosómica en todos los organismos modelo, ya que se pueden sondear las firmas clave de la dinámica cromosómica meiótica. En el pez cebra, se han diseccionado aspectos clave de la progresión del programa meiótico y de la organización nuclear mediante sondeos de propagaciones superficiales nucleares, denominadas aquí diseminas cromosómicas, con anticuerpos para la detección de inmunofluorescencia de proteínas y/o ácidos nucleicos por FISH3,4,9,10,11,12. De hecho, la localización polarizada de telómeros agrupados en el ramo se puede conservar en la preparación de propagación(Figura 1C). Recientemente, hemos utilizado propagaciones cromosómicas de espermacitos de peces cebra junto con métodos de detección de fluorescencia y microscopía de superresolución para dilucidar la progresión detallada de la dinámica de los telómeros de pez cebra, el emparejamiento de cromosomas homólogos, la localización de roturas de doble cadena y la sinapsis en transiciones meióticas clave3. Aquí presentamos métodos para preparar las propagaciones cromosómicas de los espermismocitos de los testículos de peces cebra y posteriormente mancharlos con sondas de ácido nucleico péptido fluorescente (AnP) a secuencias repetidas de telómeros y detección de inmunofluorescencia de proteínas asociadas al cromosoma.
Protocol
Representative Results
Discussion
Aquí describimos métodos para sondear la ubicación de los telómeros y las proteínas asociadas al cromosoma en las propagaciones de superficies nucleares de espermatocitos aislados de los testículos de peces cebra. Esperamos que estos métodos sean aplicables para el análisis de espermacitos en otras especies de teleost con ajuste al tamaño de los testículos.
Mientras que sólo unos pocos anticuerpos han sido elevados a las proteínas meióticas de pez cebra, hemos tenido éxito utiliz…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Agradecemos a Trent Newman y Masuda Sharifi por sus comentarios sobre el manuscrito y An Nguyen por ayudar a optimizar los métodos para difundir y manchar cromosomas de meiocitos de peces cebra. Este trabajo fue apoyado por NIH R01 GM079115 otorgado a S.M.B.
Materials
| 1.5 mL centrifuge tubes | Several commercial brands available | ||
| 1.5 mL microcentrifuge tube rack | Several commercial brands available | ||
| 16% formaldehyde, methanol-free | ThermoFisher Scientific | 28908 | |
| 2 mL | Several commercial brands available | ||
| 24 x 50 mm glass coverslips | Corning | 2980-245 | |
| 24 x 60 mm glasscoverslips | VWR International | 16004-312 | |
| 50 mL conical centrifuge tubes | ThermoFisher Scientific | 363696 | |
| Autoclave bag | Several commercial brands available | Used to make plastic coverslips. | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Fisher Scientific | BP1605-100 | Prepare a 100 mg/ml stock solution in sterile distilled water. |
| Cell Strainer, 100 µm | Fisher Scientific | 08-771-19 | |
| CF405M goat anti-chicken IgY (H+L), highly cross-adsorbed | Biotium | 203775-500uL | Use at 1:1000 |
| Chicken anti-zfSycp1 | Generated by Burgess lab | N/A | Use at 1:100 |
| Collagenase from Clostridium histolyticum | Sigma-Aldrich | C0130-500MG | |
| Coplin jar | Several commercial brands available | ||
| DNase I, grade II from bovine pancreas | Roche Diagnostics | 10104159001 | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Fisher Scientific | MT10014CV | |
| Dumont No. 5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-30 | Two are required for dissecting the testes. |
| Eppendorf Tubes, 5 mL | VWR International | 89429-308 | |
| Formamide | Fisher Scientific | BP228-100 | |
| Goat anti-chicken IgY (H+L) secondary antibody, Alexa Fluor 488 | ThermoFisher Scientific | A-11039 | Use at 1:1000 |
| Goat anti-chicken IgY (H+L) secondary antibody, Alexa Fluor 594 | ThermoFisher Scientific | A-11042 | Use at 1:1000 |
| Goat anti-hDMC1 | Santa Cruz Biotechnology | sc-8973 | Does not work in our hands |
| Goat anti-rabbit IgG (H+L) cross-adsorbed secondary antibody, Alexa Fluor 488 | ThermoFisher Scientific | A-11008 | Use at 1:1000 |
| Goat anti-rabbit IgG (H+L) cross-adsorbed secondary antibody, Alexa Fluor 594 | ThermoFisher Scientific | A-11012 | Use at 1:1000 |
| Goat serum | Sigma-Aldrich | G9023-10mL | |
| Heparin sodium salt | Sigma-Aldrich | H3393-100KU | |
| Humidity chamber | Fisher Scientific | 50-112-3683 | |
| Hybridization Oven | VWR International | 230401V (Model 5420) | |
| Incubator Shaker | New Brunswick Scientific | Model Classic C25 | |
| KCl | Fisher Scientific | P217-500 | |
| Kimwipes | Kimerbly-Clark Professional | 34155 | Used for the humidity chamber |
| KH2PO4 | Fisher Scientific | P285-500 | |
| Microscope | Several commercial brands available | Any standard microscope capable of at least ~1.65X magnification is sufficient. | |
| Microscope slides | Fisher Scientific | 12-544-7 | |
| Mouse anti-hamsterSCP3 | Abcam | ab97672 | Does not work in our hands |
| Mouse anti-hMLH1 | BD Biosciences | 550838 | Does not work in our hands |
| Mouse anti-hRPA | Sigma-Alrich | MABE285 | Does not work in our hands |
| Na2HPO4 · 7 H2O | Fisher Scientific | S373-500 | |
| NaCl | Fisher Scientific | S271-3 | |
| Photo-Flo 200 solution | Electron Microscopy Sciences | 74257 | |
| Plastic transfer pipettes | Several commercial brands available | ||
| PNA TelC-Alexa647 | PNA Bio Inc | F1013 | Prepare as per manufacturer's instructions. |
| PNA TelC-Cy3 | PNA Bio Inc | F1002 | Prepare as per manufacturer's instructions. |
| ProLong Diamond Antifade Mountant | ThermoFisher Scientific | P36970 | |
| ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPI | ThermoFisher Scientific | P36971 | |
| Rabbit anti-hRPA | Bethyl | A300-244A | Use at 1:300 |
| Rabbit anti-hSCP3 | Abcam | ab150292 | Use at 1:200 |
| Rabbit anti-hRad51 | GeneTex | GTX100469 | Use at 1:300 |
| Sodium citrate | Fisher Scientific | S279-500 | |
| Sucrose | Fisher Scientific | S5-500 | |
| Supercut Scissors, 30° angle, 10 cm | Fisher Scientific | 50-822-353 | Can also use any pair of small scissors. |
| Sylgard kit | Fisher Scientific | NC9897184 | Prepare as per manufacturer's instructions. |
| Triton X-100 | Fisher Scientific | BP151-100 | Dilute in sterile distilled water to make a 20% working solution. Store at room temperature. Triton X-100 forms a precipitate when diluted in water; precipitate dissolves overnight. |
| Trypsin | Worthington Biochemical | LS003708 | |
| Trypsin inhibitor from chicken egg white | Sigma-Aldrich | T9253-500MG | |
| Tween 20 | Bio-Rad | 170-6531 | Dilute in sterile distilled water to make a 20% working solution. Store at room temperature. |
| Vannas Spring Scissors – 4 mm (micro scissors) | Fine Science Tools | 15018-10 |
Referências
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