Протокол описан для in situ перфузии нижней части тела мыши, в том числе мочевого пузыря, простаты, половых органов, кости, мышцы и стопы кожи.
Ex vivo перфузии является важным физиологическим инструментом для изучения функции изолированных органов (например, печени, почек). В то же время, из-за небольшого размера органов мыши, ex vivo перфузии кости, мочевого пузыря, кожи, простаты и репродуктивных органов является сложной или неосуществимой. Здесь мы впервые сообщаем о схеме перфузии нижней части тела у мышей, которая включает в себя вышеуказанные ткани, но обходит основные органы очистки (почки, печень и селезенка). Схема устанавливается путем канниелирования брюшной аорты и нижней полой вены над подвздошной артерией и венами и прижигания периферических кровеносных сосудов. Перфузия осуществляется через перистальтический насос с перфузионным потоком, поддерживаемым до 2 ч. На месте окрашивания флуоресцентным лектином и раствором Hoechst подтверждается, что микроваскулатура была успешно пронизана. Эта модель мыши может быть очень полезным инструментом для изучения патологических процессов, а также механизмов доставки лекарств, миграции/метастазирования циркулирующих опухолевых клеток в/из опухоли, а также взаимодействия иммунной системы с переполнимыми органами и тканями.
Изолированный орган перфузии был первоначально разработан для изучения физиологии органов для трансплантации1,2,3, и позволило понимание функций органов без вмешательства со стороны других систем организма. Например, изолированная перфузия почек и сердца была чрезвычайно полезна для понимания основных принципов гемодинамики и эффектов вазоактивных агентов, в то время как перфузия печени была важна для понимания метаболической функции, включая метаболизм наркотиков в здоровой и больной ткани4,,5,,6,,7. Кроме того, исследования перфузии имеют решающее значение для понимания жизнеспособности и функции органов, предназначенных для трансплантации. В Cancer Researchearch, изолированные перфузии опухоли была описана несколькими группами с помощью мыши, крысы, и свежестекованные человеческие ткани8,9. В некоторых изолированных перфузии опухоли, опухоль была имплантирована в яичников жира площадку, чтобы заставить рост опухоли, снабжающей кровеносные сосуды из мезентерии артерии10. Группа Jain выполнила новаторские исследования с использованием изолированных перфузии аденокарциномы толстой кишки, чтобы понять опухолевую гемодинамику и метастазы8,,11,,12,13. Другие инновационные инженерии ex vivo установки включают 96-ну пластины на основе перфузии устройства для культуры первичных человеческих множественных клеток миеломы14 и модульной камерой потока для инженерной архитектуры костного мозга и функции исследований15.
В дополнение к исследованиям физиологии и патологии, перфузия органов была использована для изучения основных принципов доставки лекарств. Так, одна группа описала изолированную перфузию конечностей крыс и изучила накопление липосом в имплантированных саркомах16,в то время как другая группа выполнила расчлененную перфузию почек человека для изучения эндотелиального таргетинга наночастиц17. Ternullo et al. использовали изолированный переполох кожи человека как близко к vivo модели проникновения препарата кожи18.
Несмотря на эти достижения в перфузии крупных органов и тканей, не было никаких сообщений о на месте перфузии моделей у мышей, что: а) шунтирование органов очистки, таких как печень, селезенка и почки; б) включают органы малого таза, кожу, мышцы, репродуктивные органы (у мужчин), мочевой пузырь, простату и костный мозг. Из-за небольшого размера этих органов и поставки сосудов, ex vivo каннуляция и создание перфузии цепи не представляется возможным. Мышь является наиболее важной моделью животных в исследованиях рака и иммунологии, а также в доставке лекарств. Способность взлетать маленькие органы мыши позволит ответить на интересные вопросы, касающиеся доставки лекарств в эти органы, в том числе к опухолям, имплантированных в таз (пузырь, простата, яичник, костный мозг), а также исследования фундаментальной физиологии и иммунологии заболеваний этих органов. Для решения этой проблемы мы разработали схему перфузии на мышах, которая потенциально может избежать повреждения тканей и гораздо лучше подходит для функциональных исследований, чем изолированные перфузии органов.
Описанная схема может быть использована для зондирования различных вопросов исследований, например, роли различных компонентов сыворотки и тканевых барьеров в доставке лекарств или торговле иммунной и стволовыми клетками. Различные системы доставки лекарств (например, липосомы и на?…
The authors have nothing to disclose.
Исследование было поддержано NIH грант CA194058 DS, Skaggs школа фармации ADR программы субсидирования семян (DS); Национальный фонд естественных наук Китая (Грант No 317771093), Проект международного сотрудничества провинции Цзилинь (No.20180414085Г), Фонд фундаментальных исследований для центральных университетов, Программа для JLU Science and Technology Innovative Research Team (2017TD-27, 2019TD-36).
Equipment | |||
3.5x-90x stereo zoom microscope on boom stand with LED light | Amscope | SKU: SM-3BZ-80S | |
Carbon dioxide, USP | Airgas healthcare | 19087-5283 | |
Confocal microscope | NIKON | ECLIPSE Ti2 | |
Disposable Sterile Cautery Pen with High Temp | FIAB | F7244 | |
Moist chamber bubble trap (part 6 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 733692 | Customized as the perfisate container; also enabled constant pressure perfusion |
Moist chamber cover with quartz window (part 3 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 733524 | keep the chamber's temperature |
Moist chamber with metal tube heat exchanger | Harvard Apparatus | 732901 | Water-jacketed moist chamber with lid to maintain perfusate and mouse temperature |
Olsen-Hegar needle holders with suture cutters | Fine Science Tools (FST) | 125014 | |
Oxygen compressed, USP | Airgas healthcare | C2649150AE06 | |
Roller pump (part 4 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 730113 | deliver perfusate to cannula in the moist chamber |
SCP plugsys servo control F/Perfusion (part 1 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 732806 | control the purfusion speed |
Silicone pad | Harvard Apparatus | ||
Silicone tubing set (arrows in Figure 1) | Harvard Apparatus (TYGON) | 733456 | |
Student standard pattern forceps | Fine Science Tools (FST) | 91100-12 | |
Surgical Scissors | Fine Science Tools (FST) | 14001-14 | |
Table for moist chamber | Harvard Apparatus | 734198 | |
Thermocirculator (part 2 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 724927 | circulating water bath for all water-jacketed components |
Three-way stopcock (part 5 in Figure 1) | Cole-Palmer | 30600-02 | |
Veterinary anesthesia machine | Highland | HME109 | |
Materials | |||
19-G BD PrecisionGlide needle | BD | 305186 | For immobilizing the Insyte Autoguard Winged needle and scratching the cortical bone |
4-0 silk sutures | Keebomed-Hopemedical | 427411 | |
6-0 silk sutures | Keebomed-Hopemedical | 427401 | |
Filter (0.2 µm) | ThermoFisher | 42225-CA | Filter for 5% BSA-RINGER’S |
Permanent marker | Staedtler | 342-9 | |
Syringe (10 mL) | Fisher Scientific | 14-823-2E | |
Syringe (60 mL) | BD | 309653 | Filter for 5% BSA-RINGER’S |
Reagents | |||
1% Evans blue ( w/v ) in phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.5) | Sigma | 314-13-6 | |
10% buffered formalin | velleyvet | 36692 | |
BALB/c mice ( 8-10 weeks old ) | Charles River | ||
Baxter Viaflex lactate Ringer's solution | EMRN Medical Supplies Inc. | JB2324 | |
Bovine serum albumin | Thermo Fisher | 11021-037 | |
Cyanoacrylate glue | Krazy Glue | ||
DyLight-649-lectin | Vector Laboratories,Inc. | ZB1214 | |
Ethanol (70% (vol/vol)) | Pharmco | 111000190 | |
Hoechst33342 | Life Technologies | H3570 | |
Isoflurane | Piramal Enterprises Limited | 66794-017-25 | |
Phosphate buffered saline | Gibco | 10010023 |