تحريض كامل من إصابة الحبل الشوكي من نوع الترانصيب في الفئران
Summary
يصف هذا البروتوكول كيفية إنشاء عملية استئصال لامينكومي دقيقة للتحريض على إصابة الحبل الشوكي المستقرة من نوع الترانسكشن في نموذج الماوس ، مع الحد الأدنى من الأضرار الجانبية لأبحاث إصابة الحبل الشوكي.
Abstract
إصابة الحبل الشوكي (SCI) يؤدي إلى حد كبير إلى فقدان لا رجعة فيه ودائمة من وظيفة, الأكثر شيوعا نتيجة للصدمة. ويجري البحث في العديد من خيارات العلاج، مثل طرق زرع الخلايا، للتغلب على الإعاقات المنهكة الناشئة عن SCI. وتجري معظم التجارب قبل السريرية الحيوانية في نماذج القوارض من SCI. في حين أن نماذج الفئران من SCI قد استخدمت على نطاق واسع ، فقد تلقت نماذج الماوس اهتمامًا أقل ، على الرغم من أن نماذج الماوس يمكن أن يكون لها مزايا كبيرة على نماذج الفئران. ويعادل صغر حجم الفئران تكاليف صيانة الحيوانات أقل من الجرذان، كما أن توافر العديد من نماذج الماوس المعدلة وراثياً مفيد لأنواع عديدة من الدراسات. إن الحث على الإصابة المتكررة والدقيقة في الحيوانات هو التحدي الرئيسي لأبحاث SCI ، والتي تتطلب في القوارض الصغيرة جراحة عالية الدقة. كان نموذج الإصابة من نوع النقل نموذج إصابة شائع الاستخدام على مدى العقد الماضي للأبحاث العلاجية القائمة على الزرع ، ومع ذلك لا توجد طريقة موحدة لحث إصابة كاملة من نوع الترانصيب في الفئران. لقد قمنا بتطوير بروتوكول جراحي لحفز إصابة نوع نقل كامل في الفئران C57BL/6 في المستوى الفقري الصدري 10 (T10). يستخدم الإجراء حفر طرف صغير بدلاً من الارونجروس لإزالة اللامينا بدقة ، وبعد ذلك يتم استخدام شفرة رقيقة مع حافة قطع مستديرة للحث على نقل الحبل الشوكي. هذه الطريقة تؤدي إلى الإصابة من نوع النقل القابلة للتكاثر في القوارض الصغيرة مع الحد الأدنى من الأضرار العضلية والعظمية الجانبية وبالتالي تقلل من العوامل المحيرة ، وتحديدًا حيث يتم تحليل النتائج الوظيفية السلوكية.
Introduction
إصابة الحبل الشوكي (SCI) هي مشكلة طبية معقدة تؤدي إلى تغييرات جذرية في الصحة ونمط الحياة. لا يوجد علاج لـ SCI ، ولا يتم فهم الفيزيولوجيا المرضية لـ SCI تمامًا. نماذج SCI الحيوان، ولا سيما نماذج القوارض، تقدم أداة لا تقدر بثمن لتجربة العلاجات الجديدة، وقد استخدمت لاستكشاف SCI لعقود. حتى الآن، أكثر من 72٪ من الدراسات قبل السريرية SCI استخدمت نماذج الفئران، بالمقارنة مع مجرد 16٪ التي استخدمت الفئران1. على الرغم من أن الفئران ، بسبب حجمها الأكبر وميلها إلى تشكيل تجاويف أقرب إلى SCIs البشرية ، كانت تقليديا الحيوانات النموذجية المفضلة لدراسة المناهج العلاجية الجديدة ، فإن الفئران (بما في ذلك العديد من النماذج الماوس المعدلة وراثيا) تستخدم الآن بشكل أكثر تواترا لدراسة الآليات الخلوية والجزيئية من SCI2. ويقدم نموذج الماوس فوائد إضافية من حيث سهولة التعامل مع الفئران، ومعدلات إنجاب أسرع، وتكاليف أقل من الفئران؛ الفئران أيضا يحمل درجة عالية من التشابه الجينومي مع البشر1،2،3. وقد تم تحديد العيب الرئيسي لنموذج الماوس على أنه حجم أصغر بكثير يخلق تحديات للتدخلات الجراحية لخلق وعلاج إصابات الحبل الشوكي4,5.
هناك فجوة في المؤلفات الموجودة التي تسلط الضوء على الحاجة إلى بروتوكول جراحي قوي ويمكن استنساخه للحث على استقرار SCI في نموذج الماوس. لذلك، نحن نقدم نهجا جراحية جديدة ودقيقة في هذا البروتوكول للتغلب على هذه القيود. يوفر هذا البروتوكول مبادئ توجيهية متعمقة للحث على إصابة من نوع النقل في الفئران ، حيث تم التعرف على هذا النوع من الإصابة ليكون الأنسب لدراسة التغيرات التجديدية والتنكسية بعد الإصابة6، وكذلك المرونة العصبية والدوائر العصبية وهندسة الأنسجة7. لقد اخترنا للحث على الإصابة في المنطقة الصدرية السفلى، منذ يستخدم SCI المستوى الصدري الأكثر شيوعا في الأدب1.
Protocol
Representative Results
Discussion
هذه الطريقة تحفز إصابة كاملة من نوع النقل في مستوى T10 الفقري في الفئران ، مما يؤدي إلى شلل نصفي كامل للحيوان ، أقل من مستوى الإصابة. عموما، هذه الطريقة ينتج عن الحد الأدنى من النزيف، والأضرار الجانبية لا تذكر ومستقرة، وإصابة استنساخ. بالمقارنة مع الأساليب المنشورة سابقا من نقل دون استئصال ?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وقد تم دعم هذا العمل من قبل طالب جامعة غريفيث الدولي (دكتوراه) إلى RR، منحة مؤسسة بيري كروس إلى JE وJ، منحة مؤسسة كليم جونز إلى JSJ وJ، ومنحة لجنة التأمين ضد حوادث السيارات في كوينزلاند إلى JSJ وJJ.
Materials
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor – 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60×60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material – SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material – Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
Referências
- Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
- Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
- Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V., Dionyssiotis, Y. . Topics in Paraplegia. , (2014).
- Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
- Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
- Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
- Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).
