Een capsule-gebaseerd model voor onrijpe Harde Tik Stadia Besmetting op Laboratoriummuizen
Summary
In deze studie werd een voedingssysteem ontwikkeld voor nimfen- en larvestadia van harde teek met behulp van een capsule die aan de laboratoriummuis is bevestigd. De voercapsule is gemaakt van flexibele materialen en blijft minstens een week stevig aan de muis vast zitten en maakt een comfortabele monitoring van het voeden van teek mogelijk.
Abstract
Teken zijn verplichte bloedvoedingsparasieten in alle stadia van ontwikkeling (behalve eieren) en worden erkend als vectoren van verschillende ziekteverwekkers. Het gebruik van muismodellen in tekenonderzoek is van cruciaal belang voor het begrijpen van hun biologie en tick-host-pathogen interacties. Hier tonen we een niet-moeizame techniek voor het voeden van onrijpe stadia van harde teken op laboratoriummuizen. Het voordeel van de methode is de eenvoud, korte duur, en de mogelijkheid om te controleren of te verzamelen teken op verschillende tijdstippen van een experiment. Bovendien maakt de techniek het mogelijk om twee individuele capsules op dezelfde muis te bevestigen, wat gunstig is voor een verscheidenheid aan experimenten waarbij twee verschillende groepen teken nodig zijn om zich met hetzelfde dier te voeden. De niet-irriterende en flexibele capsule is gemaakt van gemakkelijk toegankelijke materialen en minimaliseert het ongemak van de proefdieren. Bovendien is euthanasie niet nodig, muizen herstellen zich volledig na het experiment en zijn beschikbaar voor hergebruik.
Introduction
Teken zijn belangrijke vectoren van verschillende ziekteverwekkers en vormen een ernstig risico voor de gezondheid van mens en dier1. Het opzetten van een effectief voedingssysteem is cruciaal bij het bestuderen van hun biologie, tick-host-pathogen interacties, of het vaststellen van effectieve controlemaatregelen. Momenteel zijn verschillende kunstmatige voedersystemen, die het gebruik van levende dieren vermijden, beschikbaar voor teken2,,3,4 en deze moeten worden gebruikt wanneer experimentele omstandigheden dit toelaten. In verschillende experimentele omgevingen slagen deze systemen er echter niet in om de specifieke fysiologische kenmerken op de juiste manier na te bootsen en het gebruik van levende dieren is noodzakelijk om relevante resultaten te bereiken.
Laboratoriummuizen worden vaak gebruikt voor de studie van vele biologische systemen en worden routinematig gebruikt als gastheren voor het voeden van teken5,6,7,8,9. De twee meest voorkomende methoden voor het voeden van onvolwassen teken op muizen zijn gratis besmettingen en het gebruik van opsluitingskamers aan de muis. Gratis besmettingen worden voornamelijk gebruikt voor larve stadia en opgeslokte teken kunnen dalen naar een gebied waar ze kunnen worden hersteld. Opsluitingskamers bestaan meestal uit acryl- of polypropyleendoppen die aan de rug van de muis zijn gelijmd. De eerste techniek is een effectief natuurlijk systeem voor het voeden van teken, maar staat geen nauwe controle toe tijdens het experiment omdat de individuele teken verspreid zijn in verschillende delen van het gastlichaam. Bovendien kunnen engorged teken die naar een herstelgebied vallen, besmet raken met uitwerpselen en urine10,11,12,13,14 die de tekenconditie ernstig kunnen beïnvloeden of ze kunnen worden beschadigd of opgegeten door de muis als er geen scheiding is tussen het dier en het herstelgebied15. Kamer-gebaseerde systemen kunnen de opsluiting van teken tot een bepaald gebied, echter, het lijmproces is moeizaam en de caps zijn vaak zwak aanhangend aan de lijm en dus ze vaak los tijdens het experiment16,17,18,19. De doppen zijn ook stijf, ongemakkelijk, en leiden tot huidreacties, die het hergebruik van de muizen te voorkomen en vereist hun euthanasie na het experiment.
In onze vorige studie hebben we met succes een effectief systeem ontwikkeld met behulp van kamers gemaakt van ethyleen-vinyl acetaat (EVA) schuim voor het voeden van teken op laboratoriumkonijnen20. Hierin hebben we dit systeem aangepast aan een muismodel en een eenvoudige en schone methode voorgesteld om onrijpe harde tekenstadia te voeden in gesloten capsules gemaakt van EVA-schuim. Specifiek, ons systeem maakt gebruik van elastische EVA-schuim capsules gelijmd aan de geschoren muizen terug met snel drogen (3 min), niet-irriterende latex lijm. Deze techniek maakt stevige en langdurige bevestiging van capsules aan de experimentele muis, evenals effectieve teek besmetting / collectie tijdens de gehele loop van het experiment. De platte capsule is gemaakt van flexibele materialen en belemmert manipulatie van de muis niet voor bloedafname of andere doeleinden. Het systeem is voornamelijk geschikt voor de nimfenkiesstadia, maar met lichte modificatie kan het ook worden gebruikt voor het voeden van larven. De methode kan worden voltooid door een enkele ervaren persoon en uitgebreide training is niet vereist.
Protocol
Representative Results
Discussion
De meest kritieke stap in het protocol is stevig lijmen van de capsule op de muishuid. Daarom moet de latexlijm homogeen worden aangebracht op het gehele EVA-schuimoppervlak van de capsule en moet constante druk gedurende 3 minuten worden uitgeoefend, vooral aan de linker- en rechterkant van de capsule. We raden ook aan om de capsule zo ver mogelijk naar voren te plaatsen op de rug om te voorkomen dat de muis met de achterste poten wordt verwijderd. In onze experimenten is alleen de hechting van het EVA-schuim en latex l…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wij erkennen de technische bijstand van Alain Bernier French National Institute of Agricultural Research (INRAE) en Océane Le Bidel (ANSES). De studie werd ondersteund door de DIM One Health – Région Île-de-France (Acroniem van het project: NeuroPaTick). De muizen werden gekocht door ANSES. Dr. Jeffrey L. Blair wordt erkend voor het herzien van de eerdere versie van het manuscript.
Materials
| EVA-foam 2 mm thick, (low density) | Cosplay Shop | EVA-45kg (950/450/2 mm) | It can be ordered also via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD) |
| Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve | Amazon | B014GMT1AM | Different diameters of Heat Shrink Tubing are available via Amazon. |
| Mice BALB/cByJ | Charles River | Strain code 627 | |
| Mice C57BL/6 | Charles River | Strain code 664 | |
| No-toxic Latex Glue | Tear mender | Fabric & Leather Adhesive | Also available also via Amazon (ref. no. B001RQCTUU) |
| Punch Tool Hand Art Tool | Amazon | B07QPWNGBF | Saled by amazon as Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working for Belt Strap |
| PVC Binding Covers Transparent | Amazon | B078BNLSNP | Any transparent PVC sheet of ticknes between 0.150 mm to 0.180 mm is suitable |
| Self Adhesive Pad Sponge Double Coated Foam Tape | Amazon | B07RHDZ35J | Saled by amazon as 2 Rolls Double Sided Foam Tape, Super Strong White Mounting Tape Foam |
| Transparent seal stickers (20 mm diameter circles) | Amazon | B01DAA6X66 |
Referências
- Sonenshine, D. E., Roe, M. . Biology of Ticks. , (2014).
- Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
- Bonnet, S., et al. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
- Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
- Kohls, G. M., Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. Culture methods for invertebrate animals. , 246-256 (1937).
- Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
- Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
- Sonenshine, D. E., Maramorsch, K., Mahmood, F. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. , 57-82 (1999).
- Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
- Almazán, C., et al. Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization. Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).
- Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).
- Almazán, C., et al. Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations. Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).
- Levin, M. L., Ross, D. E. Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal. Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).
- Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs. Parasites & Vectors. 6 (5), 26 (2012).
- Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice. Journal of Visualized Experiments. (123), e55286 (2017).
- Wada, T., et al. Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks. Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).
- Saito, T. B., Walker, D. H. A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis. The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).
- Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells. Parasites & Vectors. 2 (1), 47 (2009).
- Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39 (2013).
- Almazán, C., et al. A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits. Journal of Visualized Experiments. (140), e57994 (2018).
- Zhijun, Y., et al. The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions. Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).
- Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats. Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).
- Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).
- Chen, X., et al. Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA. Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).
- Jin, S. W., et al. Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions. Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).
- Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).
- Breuner, N. E., et al. Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto. Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311 (2020).
