Laboratuvar Farelerde Olgunlaşmamış Sert Kene Aşamaları Enfestasyon için Kapsül Tabanlı Model
Summary
Bu çalışmada, laboratuvar faresine bağlı bir kapsül kullanılarak sert kenenin nymphal ve larva evreleri için bir besleme sistemi geliştirilmiştir. Besleme kapsülü esnek malzemelerden yapılır ve en az bir hafta boyunca fareye sıkıca bağlı kalır ve kene beslemenin rahat bir şekilde izlenmesini sağlar.
Abstract
Keneler, gelişimin tüm aşamalarında (yumurta hariç) zorunlu kan besleme parazitleridir ve çeşitli patojenlerin vektörleri olarak kabul edilirler. Kene araştırmalarında fare modellerinin kullanımı biyolojilerini ve kene-konak-patojen etkileşimlerini anlamak için çok önemlidir. Burada laboratuvar fareleri üzerinde sert kenelerin olgunlaşmamış evrelerinin beslenmesi için zahmetli olmayan bir teknik gösteriyoruz. Yöntemin yararı basitliği, kısa süresi ve bir deneyin farklı zaman noktalarında keneleri izleme veya toplama yeteneğidir. Buna ek olarak, teknik aynı fare üzerinde iki ayrı kapsül eklenmesine izin verir, hangi keneler iki farklı grup aynı hayvan üzerinde beslemek için gerekli olan deneyler çeşitli için yararlıdır. Tahriş edici olmayan ve esnek kapsül kolayca erişilebilir malzemelerden yapılır ve deneysel hayvanların rahatsızlık en aza indirir. Ayrıca, ötenazi gerekli değildir, fareler deneyden sonra tamamen kurtarmak ve yeniden kullanılabilir.
Introduction
Keneler çeşitli patojenlerin önemli vektörleridir ve hayvan ve insansağlığıiçin ciddi bir risk teşkil 1. Etkili bir beslenme sistemi kurmak, biyolojilerini, kene-konak-patojen etkileşimlerini incelerken veya etkili kontrol önlemleri alırken çok önemlidir. Şu anda, canlı hayvanların kullanımını önlemek çeşitli yapay besleme sistemleri, kene için kullanılabilir2,3,4 ve bu deneysel koşullar izin verildiğinde kullanılmalıdır. Ancak, çeşitli deneysel ortamlarda bu sistemler uygun belirli fizyolojik özellikleri taklit etmek ve canlı hayvanların kullanımı ilgili sonuçlar elde etmek için gereklidir.
Laboratuvar fareleri yaygın olarak birçok biyolojik sistemlerin çalışması için kullanılır ve rutin kene besleme için ev sahibi olarak kullanılmaktadır5,6,7,8,9. Fareler üzerinde olgunlaşmamış kenebesleme iki yaygın yöntem ücretsiz enfestasyonlar ve fare bağlı hapsi odalarının kullanımı içerir. Serbest istilalar öncelikle larva aşamaları için kullanılır ve tıkanmış keneler kurtarılabilir bir alana düşebilir. Hapsedilme odaları genellikle farenin sırtına yapıştırılmış akrilik veya polipropilen kapaklardan oluşur. İlk teknik kene besleme için etkili bir doğal sistemdir ancak tek tek keneler ana gövdenin farklı bölgelerinde dağınık olduğundan deney sırasında yakın izleme izin vermez. Ayrıca, bir kurtarma alanına damla tıkanmış kene dışkı ve idrar ile kontamine olabilir10,11,,12,13,14 bu ciddi kene fitness etkileyebilir ya da hayvan ve kurtarma alanı arasında herhangi bir ayrım varsa onlar zarar görebilir veya fare tarafından yenen15. Oda tabanlı sistemler kenelerin tanımlanmış bir alana hapsedilmesine izin verir, ancak yapıştırma işlemi zahmetlidir ve kapaklar genellikle tutkala sıkısıkıya bağlıdır ve bu nedenle deney sırasında genellikle ayrılırlar16,17,18,19. Kapaklar da sert, rahatsız, ve farelerin yeniden kullanılmasını önlemek ve deneyden sonra ötanazi gerektiren cilt reaksiyonları, yol açar.
Bir önceki çalışmamızda, laboratuvar tavşanları20’dekeneler beslemek için etilen-vinil asetat (EVA) köpükten yapılmış odaları kullanarak etkili bir sistem geliştirdik. Burada, bu sistemi bir fare modeline uyarladık ve EVA-köpükten yapılmış kapalı kapsüllerde olgunlaşmamış sert kene aşamalarını beslemek için basit ve temiz bir yöntem öneriyoruz. Özellikle, sistemimiz hızlı kurutma (3 dk), tahriş edici olmayan lateks tutkal ile geri tıraşlı fareler yapıştırılmış elastik EVA-köpük kapsül kullanır. Bu teknik, kapsüllerin deneysel fareye sağlam ve uzun süreli bağlanmasının yanı sıra deney boyunca etkili kene istilası/toplama olanağı sağlar. Düz kapsül esnek malzemelerden yapılmış ve kan toplama veya diğer amaçlar için fare manipülasyon engel değildir. Sistem esas olarak perili kene aşamaları için uygundur, ancak hafif bir modifikasyon ile larvaların beslenmesi için de kullanılabilir. Yöntem tek deneyimli kişi tarafından tamamlanabilir ve kapsamlı eğitim gerekli değildir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Protokoldeki en kritik adım kapsülün fare derisine sıkıca yapıştırmasıdır. Bu nedenle lateks tutkal kapsülün tüm EVA-köpük yüzeyine homojen bir şekilde uygulanmalı ve kapsülün özellikle sol ve sağ tarafına 3 dakika boyunca sabit basınç uygulanmalıdır. Ayrıca arka patilerini kullanarak fare tarafından kaldırılmasını önlemek için kapsülün mümkün olduğunca ileriye doğru yerleştirilmelerini öneririz. Deneylerimizde, fare derisine sadece EVA-köpük ve lateks tutkal yapışması doğ…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Alain Bernier Fransız Ulusal Tarımsal Araştırma Enstitüsü (INRAE) ve Océane Le Bidel’in (ANSES) teknik yardımLarını kabul ediyoruz. Çalışma DIM One Health – Région Île-de-France (Projenin kısaltması: NeuroPaTick)tarafından desteklendi. Fareler ANSES tarafından satın alındı. Dr. Jeffrey L. Blair makalenin önceki halini gözden aldığı için kabul edildi.
Materials
| EVA-foam 2 mm thick, (low density) | Cosplay Shop | EVA-45kg (950/450/2 mm) | It can be ordered also via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD) |
| Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve | Amazon | B014GMT1AM | Different diameters of Heat Shrink Tubing are available via Amazon. |
| Mice BALB/cByJ | Charles River | Strain code 627 | |
| Mice C57BL/6 | Charles River | Strain code 664 | |
| No-toxic Latex Glue | Tear mender | Fabric & Leather Adhesive | Also available also via Amazon (ref. no. B001RQCTUU) |
| Punch Tool Hand Art Tool | Amazon | B07QPWNGBF | Saled by amazon as Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working for Belt Strap |
| PVC Binding Covers Transparent | Amazon | B078BNLSNP | Any transparent PVC sheet of ticknes between 0.150 mm to 0.180 mm is suitable |
| Self Adhesive Pad Sponge Double Coated Foam Tape | Amazon | B07RHDZ35J | Saled by amazon as 2 Rolls Double Sided Foam Tape, Super Strong White Mounting Tape Foam |
| Transparent seal stickers (20 mm diameter circles) | Amazon | B01DAA6X66 |
Referências
- Sonenshine, D. E., Roe, M. . Biology of Ticks. , (2014).
- Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
- Bonnet, S., et al. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
- Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
- Kohls, G. M., Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. Culture methods for invertebrate animals. , 246-256 (1937).
- Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
- Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
- Sonenshine, D. E., Maramorsch, K., Mahmood, F. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. , 57-82 (1999).
- Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
- Almazán, C., et al. Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization. Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).
- Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).
- Almazán, C., et al. Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations. Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).
- Levin, M. L., Ross, D. E. Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal. Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).
- Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs. Parasites & Vectors. 6 (5), 26 (2012).
- Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice. Journal of Visualized Experiments. (123), e55286 (2017).
- Wada, T., et al. Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks. Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).
- Saito, T. B., Walker, D. H. A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis. The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).
- Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells. Parasites & Vectors. 2 (1), 47 (2009).
- Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39 (2013).
- Almazán, C., et al. A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits. Journal of Visualized Experiments. (140), e57994 (2018).
- Zhijun, Y., et al. The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions. Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).
- Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats. Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).
- Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).
- Chen, X., et al. Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA. Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).
- Jin, S. W., et al. Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions. Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).
- Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).
- Breuner, N. E., et al. Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto. Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311 (2020).
