Elettrocardiogramma Registrazioni in Topi anestesizzati utilizzando Lead II
Summary
Vi presentiamo un protocollo ECG tecnicamente facile, economico, veloce e conveniente in piccoli topi e che può essere eseguito con una maggiore sensibilità. Suggeriamo questo metodo come approccio di screening per studiare gli agenti farmacologici, le modifiche genetiche e i modelli di malattia nei topi.
Abstract
L’elettrocardiogramma è uno strumento prezioso per valutare il sistema di conduzione cardiaca. La ricerca sugli animali ha contribuito a generare nuove informazioni genetiche e farmacologiche riguardanti l’elettrocardiogramma. Tuttavia, effettuare misurazioni dell’elettrocardiogramma in piccoli animali in vivo, come i topi, è stato impegnativo. A tal fine, abbiamo usato un metodo di registrazione dell’elettrocardiogramma in topi anestesi con molti vantaggi: è una procedura tecnicamente semplice, è poco costosa, ha poco tempo di misurazione ed è conveniente, anche nei giovani topi. Nonostante le limitazioni con l’utilizzo dell’anestesia, i confronti tra il controllo e i gruppi sperimentali possono essere eseguiti con una maggiore sensibilità. Abbiamo trattato topi con agonisti e antagonisti del sistema nervoso autonomo per determinare la validità di questo protocollo e confrontato i nostri risultati con i rapporti precedenti. Il nostro protocollo ECG ha rilevato un aumento della frequenza cardiaca e degli intervalli QTc sul trattamento con atropina, diminuzione della frequenza cardiaca e intervalli QTc dopo il trattamento con carbacholo, e frequenze cardiache e intervalli QTc più elevati con isoprena, ma non ha notato alcuna modifica nei parametri ECG sulla somministrazione del propranolololo. Questi risultati sono supportati da relazioni precedenti, che confermano l’affidabilità di questo protocollo ECG. Pertanto, questo metodo può essere utilizzato come approccio di screening per effettuare misurazioni ECG che altrimenti non sarebbero tentate a causa di costi elevati e difficoltà tecniche.
Introduction
L’elettrocardiogramma (ECG), un test che misura l’attività elettrica del battito cardiaco, è uno strumento prezioso per valutare il sistema di conduzione cardiaca. I parametri misurati da un ECG includono la frequenza cardiaca, l’intervallo PR, la durata QRS e l’intervallo QT. In breve, l’intervallo PR corrisponde al tempo necessario affinché un impulso elettrico viaggi dal nodo del seno atriale attraverso il nodo atrioventricolare fino alle fibre Purkinje; La durata QRS è il tempo per la depolarizzazione ventricolare che si verifica attraverso il sistema Purkinje e il miocardio ventricolare; e l’intervallo QT è la durata della ripolarizzazione ventricolare.
Le registrazioni ECG nei topi hanno aiutato i ricercatori a esaminare la funzione cardiaca e a determinare i meccanismi fisiologici e patofisiologici dei fenotipi cardiaci, come l’aritmia, la fibrillazione atriale e l’insufficienza cardiaca. La maggior parte della ricerca cardiovascolare ha coinvolto studi su modelli murini geneticamente ingegnerizzati. Spesso è difficile ottenere dati significativi sulle registrazioni ECG da piccoli topi che sono stati geneticamente manipolati.
Esistono diversi metodi per eseguire ECG nei topi1. Gli studi suggeriscono che le registrazioni ECG negli animali coscienti sono preferite rispetto agli animali anestesizzati quando possibile poiché gli effetti dell’anestesia sulla funzione cardiaca sono stati ben stabiliti2. Due protocolli che registrano L’ECG in topi coscienti sono di nota1. Il sistema di radiotelemetria ECG è lo standard d’oro per il monitoraggio continuo a lungo termine di ECG in topi coscienti1,3. Nonostante la loro forza nell’essere registrati in uno stato cosciente, le misurazioni ECG accoppiate alla radiotelemetry hanno diverse limitazioni, tra cui l’elevata spesa per la configurazione e per l’impianto, il suo requisito di un operatore altamente esperto, un periodo di stabilizzazione di oltre 1 settimana, la sua necessità di topi di grandi dimensioni (> 20 g), e l’acquisizione di un solo lead di registrazione ECG1. Un altro sistema che utilizza elettrodi conduttivi di dimensioni dosare incorporati in una piattaforma consente registrazioni ECG in topi coscienti senza anestesia o impianti1,4. Questo sistema non invasivo è un metodo alternativo in situazioni in cui i sistemi di radiotelemetrynono non sono disponibili in quanto non ha molti vantaggi: nessun requisito di trattamento chirurgico, nessuna necessità di anestesia, basso costo per mouse (solo la configurazione iniziale è costosa), tempo per la misurazione e convenienza dei neonati1,4. Lo svantaggio principale di questo sistema è che non è adatto per il monitoraggio continuo a lungo termine1.
Qui introduciamo un altro metodo di registrazione ECG economico, semplice e veloce in topi anestesizzati e dimostriamo la sua validità e sensibilità eseguendo un ECG dopo blocco/stimolazione autonomica del sistema di conduzione cardiaca. Suggeriamo questo metodo ECG per lo screening degli effetti degli agenti farmacologici, delle modifiche genetiche e dei modelli di malattia nei topi.
Protocol
Representative Results
Discussion
Il protocollo prevede diversi passaggi critici. L’ambiente circostante dovrebbe essere libero da rumore e vibrazioni. Gli elettrodi ECG devono essere inseriti sotto la pelle in modo stabile e coerente di cui il passo di inserimento richiede esperimenti preliminari fino a quando il ricercatore è tecnicamente esperto. Inoltre, l’anestetico deve essere preparato e conservato in modo appropriato e utilizzato alla dose appropriata. Infine, le onde PQRS dovrebbero essere posizionate in modo appropriato nelle singole battute E…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo lavoro è stato sostenuto dai programmi di ricerca scientifica di base gestiti dalla National Research Foundation of Korea (NRF) (2015R1C1A2A01052419 e 2018R1D1A1B07042484).
Materials
| 2,2,2-tribromoethanol | Sigma-Aldrich | T48402-25G | anesthetics, Avertin |
| Animal | Japan SLC, Inc., Shizuoka, Japan | Balb/c mice, male, aged 7-9 weeks | |
| Atropine | Sigma-Aldrich | A0123 | parasympathetic antagonist |
| BioAmp | AD Instruments, Bella Vista, Australia | ML132 | bio amplifier |
| Carbachol | Sigma-Aldrich | C4382 | parasympathetic agonist |
| Electrodes with acupuncture needles | DongBang Acupuncture Inc., Sungnam, Korea | DB106 | 0.20 x 15 mm |
| Isoprenaline | Sigma-Aldrich | I2760 | sympathetic agonist |
| LabChart 8 | AD Instruments, Bella Vista, Australia | data analysis software | |
| Mouse food | LabDiet, St. Louis, MO, USA | 5L79 | Mouse diet |
| PowerLab 2/28 | AD Instruments, Bella Vista, Australia | data acquisition system | |
| Propranolol | Sigma-Aldrich | P0884 | sympathetic antagonist |
| SPSS Statistics program | SPSS | SPSS 25.0 | statistics program |
Referências
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