Summary

캡 의존형 번역 역학 분석을 위한 생체외 단일 분자 이미징 분석

Published: September 15, 2020
doi:

Summary

개별 번역 이벤트를 추적하면 캡 종속 번역 메커니즘에 대한 고해상도 운동 연구를 수행할 수 있습니다. 여기서 우리는 형광으로 표지된 항체와 에피토프 태그가 달린 초기 성 펩티드 사이의 화상 진찰 상호 작용에 근거를 둔 체외 단일 분자 분석체를 보여줍니다. 이 방법은 활성 체외 캡 의존 변환 동안 개시 및 펩티드 신장 운동의 단일 분자 특성화를 가능하게한다.

Abstract

캡 의존성 단백질 합성은 진핵 세포에서 주요 번역 경로입니다. 다양한 생화학 적 및 유전 적 접근은 캡 의존 성 번역 및 규제의 광범위한 연구를 허용했지만,이 번역 경로의 고해상도 운동 특성화는 여전히 부족합니다. 최근에는 단일 분자 분해능으로 캡 의존형 번역 운동학을 측정하기 위한 체외 분석서를 개발했습니다. 상기 분석법은 초기 에피토프 태그폴리펩티드에 형광표지 항체 결합을 기반으로 한다. 초기 펩타이드-리보솜-mRNA 복합체를 통해 항체의 결합 및 해리를 이미징함으로써 개별 mRNA에 대한 번역 진행을 추적할 수 있다. 여기서는 mRNA 및 PEGylated 슬라이드 제제, 번역의 실시간 이미징 및 단일 분자 궤적 분석을 포함한 이 분석 방법을 확립하기 위한 프로토콜을 제시합니다. 이 분석은 개별 캡 종속 번역 이벤트를 추적할 수 있게 해주며 개시 및 신장 속도와 같은 주요 번역 역학을 해결합니다. 분석은 뚜렷한 번역 시스템에 널리 적용될 수 있으며 캡 의존성 번역 역학 및 번역 제어 메커니즘의 체외 연구에서 광범위하게 이점을 얻을 수 있습니다.

Introduction

진핵 계통에서의 번역은 주로 7-메틸구아노신(m7G) 캡 의존경로1을통해 발생한다. 연구에 따르면 진핵 번역의 개시 단계는 속도 제한및 규정2,3,4에대한 공통의 목표임을 나타낸다. 캡 의존형 번역의 메커니즘은유전5,생화학6,7,8,구조9,및 게놈10 벌크 접근법을 사용하여 광범위하게 연구되었다. 이러한 방법은 캡 의존개시를 조절하는 다양한 메커니즘을 확인했지만, 해상도는 이기종 및 비동기 개시 이벤트에서 신호의 평균을 앙상블로 제한합니다. 최근에는 생체내 번역 이벤트가 초기 폴리펩티드(11,12,13,14)에대한에피토프에 대한 형광 항체 결합을 측정하는 방법에 의해 시각화되었다. 그러나, 이러한 새로운 접근법은 또한 다중 형광 항체가 높은 세포내 형광 배경에서 단일 번역 이벤트를 해결할 수 있도록 초기 펩티드를 결합해야 하기 때문에 개별 개시 사건을 해결하는 능력에 제한됩니다. 많은 생물학적 상호 작용에서, 해결된 개별 운동 사건은 분자 수준에서 동기화할 수 없는 복잡한 다단계 및 반복적인 생물학 프로세스를 이해하는 중요한 통찰력을 제공했습니다. 캡 의존개시 및 규제를 더 잘 이해하기 위해서는 개별 번역 이벤트의 역학을 추적할 수 있는 새로운 방법이 필요합니다.

우리는 최근에 단 하나 분자 분해능15를가진 캡 의존성 개시 운동학을 측정하는 체외 분석서를 개발했습니다. 이 개시 경로3,16에관여하는 많은 공지되고 알려지지 않은 단백질 인자를 고려하여, 단일 분자 분석체는 세포인자 및 견고한 번역활동(17,18,19,20,21,22,23,24, 25,25)의보존으로부터 이익을 얻는 기존의 체외 세포 없는 번역 시스템과 호환될 수 있도록 개발되었다. 또한, 세포 없는 번역 시스템의 사용은 단일 분자 관측및 이전 대량 결과 사이 더 호환 비교를 허용합니다. 이 접근법은 캡 의존개시의 기존 기계론적 프레임워크에 새로운 단일 분자 운동 통찰력의 직진 통합을 제공합니다. 단일 분자 분석방식을 확립하기 위해, 기존의 세포없는 번역 시스템은 세 가지 방법으로 변형된다: 에피토프 인코딩 서열은 리포터 mRNA의 개방 독서 프레임 (ORF)의 시작 부분에 삽입된다; 기자 mRNA의 3′ 끝은 단일 분자 검출 표면에 mRNA 최종 테더링을 용이하게하기 위해 바이오티닐화된다; 형광으로 표지된 항체는 번역 추출물로 보충된다. 이러한 수정은 기본적인 분자 생물학 기술과 일반적으로 사용할 수있는 시약만 필요합니다. 더욱이, 이러한 변형 및 단일 분자 이미징 조건은 대량 세포 없는 번역 반응의 번역 역학을보존한다(15).

이 분석체(그림1)에서5′-end 캡 및 3′-end 바이오타이니드 리포터 mRNA는 유동 챔버에서 스트렙타비딘 코팅 검출 표면에 고정된다. 유동 챔버는 형광으로 표지된 항체로 보충된 세포없는 번역 혼합물로 채워져 있습니다. mRNA 번역후 약 30-40코돈 하류의 에피토프서열(26,27)을위해 발생한 후, 에피토프는 리보솜 출구 터널에서 나오고 형광으로 표지된 항체와 상호 작용할 수 있게 된다. 이러한 상호 작용은 급속하고 단일 분자 형광 이미징 기술에 의한 검출을 통해 활성 세포 없는 번역 중에 단일 분자 분해능으로 번역 역학을 추적할 수 있습니다. 이 분석은 캡 의존성 번역 역학 및 규제, 특히 체외 분석에서 대량 으로 작동하는 시스템의 경우 체외 연구에서 광범위하게 이점을 얻을 수 있습니다.

이러한 단일 분자 분석법을 확립하기 위한 전제 조건은 이전에 설명된방법(28)에따라 상업적으로 사용 가능하거나 제조된 번역 추출물을 사용하여 달성될 수 있는 대량 세포 없는 번역 분석이다. 진핵 번역 추출물은 곰팡이, 포유류 및식물(28)을포함한 다양한 세포로부터 얻을 수 있다. 이미징의 경우, 이 분석법은 튜닝 가능한 레이저 강도 및 사고 각도, 전동 식 샘플 단계, 동력 유체 시스템 및 샘플 온도 제어 장치가 장착된 TIRF 현미경이 필요합니다. 이러한 요구 사항은 현대 체외 단일 분자 TIRF 실험에 대한 일반적이며 다르게 달성 될 수있다. 여기에 제시된 실험은 재료표에나열된 시판되는 현미경, 소프트웨어 및 액세서리로 구성된 객관적인 유형의 TIRF 시스템을 사용합니다.

Protocol

1. 기자 mRNA의 세대 “태그가 붙은” 기자 mRNA(그림2A)에대한 DNA 전사 템플릿을 생성하기 위해 N-terminus 에피토프 태그 인코딩 서열을 삽입하여 벌크 분석 “태그해제” 기자 mRNA를 인코딩하는 DNA 전사 템플릿을 수정한다.참고: 뛰어난 감도와 짧은 3xFLAG 태그 길이로 인해 이 분석에 3xFLAG/안티 플래그 상호 작용이 권장됩니다. 그러나, 분석은 다른 에피토프/항체 쌍과 호환된…

Representative Results

설명된 프로토콜에 따라 3’엔드 테더드 리포터 mRNA(그림1)의활성 세포 무분별 번역 동안 단일 분자 분해능을 가진 초기 N 단말 태그 폴리펩티드와개별 항체 상호작용의 이미징을 가능하게 한다. 최소 데모 실험은 3개의 합성 mRNA를 사용하여 보고됩니다: LUC (태그되지 않은 루시파라아제를 인코딩), LUCFLAG (3xFLAG 태그 루시파라아라기), 마력-LUC<…

Discussion

전형적인 시험관내 TIRF 단일 분자 실험과 비교하여, 여기에 기재된 분석기를 사용한 단일 분자 이미징은 세포 추출물의 사용과 형광으로 표기된 항체의 고농도로 인해 더욱 복잡하다. 표면 PEGylation의 한 라운드의 일반적인 관행에 비해, PEGylation (단계 2)의 두 번째 라운드는 검출 표면(15)에비특이적 항체 결합을 크게 감소시킨다. 확산형광 항체의 고농도는 항체 결합의 단?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은 건강의 국가 학회 [R01GM121847]에 의해 지원되었다; 기념 슬론 케터링 암 센터 (MSKCC) 지원 보조금 / 핵심 보조금 (P30 CA008748); MSKCC 기능 유전체학 이니셔티브.

Materials

100X oil objective, N.A. 1.49 Olympus UAPON 100XOTIRF
Acryamide/bis (40%, 19:1) Bio-Rad 161-0144
Alkaline liquid detergent Decon 5332
Aminosilane (N-(2-Aminoethyl)-3-Aminopropyltrimethoxysilane) UCT Specialties, LLC A0700
Andor ixon Ultra DU 897V EMCCD Andor DU-897U-CSO-#BV
Andor Solis software Andor For controlling the Andor EMCCD
Band-pass filter Chroma 532/640/25
Band-pass filter Chroma NF03-405/488/532/635E-25
Biotin-PEG-SVA Laysan Bio Inc Biotin-PEG-SVA
Coenzyme A free acid Prolume 309-250
Coolterm software For controlling the syringe pump
Desktop computer Dell For controlling the microscope, camera, stage, and pump.
Dichroic mirror Semrock R405/488/532/635
Direct-zol RNA microprep 50RNX Fisher Scientific NC1139450
Dual-Luciferase Reporter Assay System Promega E1910
Epoxy Devcon 14250
Firefly luciferin D-Luciferin free acid Prolume 306-250
Glacial acetic acid Fisher Scientific BP1185500
Hydrogen perioxide Sigma-Aldrich 216763-500ML
Immersion oil Olympus Z-81226A Low auto-fluorescence
Luciferase Assay System Promega E1500
MEGASCRIPT T7 Transcription Kit Thermo fisher AM1334
Methanol Fisher Scientific MMX04751
Microscope Olympus IX83
Microscope slide Thermo Scientific 3048
Monoclonal anti-FLAG M2-Cy3 Sigma-Aldrich A9594
mPEG-SVA Laysan Bio Inc mPEG-SVA-5000
MS(PEG)4 Thermo Scientific 22341
NaCl (5M) Thermo Scientific AM9760G
No 1.5 microscope Cover glass Fisherband 12-544-C
Olympus Laser, 532nm 100mM Olympus digital Laser system CMR-LAS 532nm 100mW
Olympus TirfCtrl software Olympus For controlling the laser intensity and incident angle
Optical table TMC vibration control 63-563 With vibration isolation
Phenol chloroform isoamyl alcohol mix Sigma-Aldrich 77617-100ml
Pierce RNA 3' End Biotinylation Kit Thermo Scientific 20160
Potassium hydroxide pellets Sigma-Aldrich P1767-500G
Prior motorized XY translation stage Prior PS3J100
Prior PriorTest software Prior For controlling the Prior motorized stage
Recombinant RNasin RNase Inhibitor Promega N2515
Stage top Incubator In vivo scientific (world precision Instruments) 98710-1 With a custom built acrylic cage
Staining jar Fisher Scientific 08-817
Streptavidin Thermo Scientific 43-4301
Sulfuric acid Fisher Scientific A300212
SYBR green II Fisher Scientific S7564
Syringe Hamilton 1725RN
Syringe pump Harvard apparatus 55-3333
Tris (1M), pH = 7.0 Thermo Scientific AM9850G
Ultrasonic Bath Branson CPX1800H
Urea Sigma-Aldrich U5378-500G
Vaccinia Capping system New England Biolabs M2080S
Zymo-Spin IC Columns Zymo Research C1004

Referências

  1. Hinnebusch, A. G. The scanning mechanism of eukaryotic translation initiation. Annual Review of Biochemistry. 83, 779-812 (2014).
  2. Gebauer, F., Hentze, M. W. Molecular mechanisms of translational control. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 5, 827-835 (2004).
  3. Jackson, R. J., Hellen, C. U., Pestova, T. V. The mechanism of eukaryotic translation initiation and principles of its regulation. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 11, 113-127 (2010).
  4. Silvera, D., Formenti, S. C., Schneider, R. J. Translational control in cancer. Nature Reviews Cancer. 10, 254-266 (2010).
  5. Saini, A. K., Nanda, J. S., Lorsch, J. R., Hinnebusch, A. G. Regulatory elements in eIF1A control the fidelity of start codon selection by modulating tRNA(i)(Met) binding to the ribosome. Genes and Development. 24, 97-110 (2010).
  6. Algire, M. A., et al. Development and characterization of a reconstituted yeast translation initiation system. RNA. 8, 382-397 (2002).
  7. Amrani, N., Ghosh, S., Mangus, D. A., Jacobson, A. Translation factors promote the formation of two states of the closed-loop mRNP. Nature. 453, 1276-1280 (2008).
  8. Pisarev, A. V., Unbehaun, A., Hellen, C. U., Pestova, T. V. Assembly and analysis of eukaryotic translation initiation complexes. Methods in Enzymology. 430, 147-177 (2007).
  9. Hinnebusch, A. G. Structural insights into the mechanism of scanning and start codon recognition in eukaryotic translation initiation. Trends in Biochemical Sciences. 42, 589-611 (2017).
  10. Iwasaki, S., Ingolia, N. T. The growing toolbox for protein synthesis studies. Trends in Biochemical Sciences. 42, 612-624 (2017).
  11. Morisaki, T., et al. Real-time quantification of single RNA translation dynamics in living cells. Science. 352, 1425-1429 (2016).
  12. Wang, C., Han, B., Zhou, R., Zhuang, X. Real-time imaging of translation on single mRNA transcripts in live cells. Cell. 165, 990-1001 (2016).
  13. Wu, B., Eliscovich, C., Yoon, Y. J., Singer, R. H. Translation dynamics of single mRNAs in live cells and neurons. Science. 352, 1430-1435 (2016).
  14. Yan, X., Hoek, T. A., Vale, R. D., Tanenbaum, M. E. Dynamics of translation of single mRNA molecules in vivo. Cell. 165, 976-989 (2016).
  15. Wang, H., Sun, L., Gaba, A., Qu, X. An in vitro single-molecule assay for eukaryotic cap-dependent translation initiation kinetics. Nucleic Acids Research. 48, 6 (2020).
  16. Aitken, C. E., Lorsch, J. R. A mechanistic overview of translation initiation in eukaryotes. Nature Structural & Molecular Biology. 19, 568-576 (2012).
  17. Anderson, C. W., Straus, J. W., Dudock, B. S. Preparation of a cell-free protein-synthesizing system from wheat germ. Methods in Enzymology. 101, 635-644 (1983).
  18. Erickson, A. H., Blobel, G. Cell-free translation of messenger RNA in a wheat germ system. Methods in Enzymology. 96, 38-50 (1983).
  19. Iizuka, N., Najita, L., Franzusoff, A., Sarnow, P. Cap-dependent and cap-independent translation by internal initiation of mRNAs in cell extracts prepared from Saccharomyces cerevisiae. Molecular and Cellular Biology. 14, 7322-7330 (1994).
  20. Iizuka, N., Sarnow, P. Translation-competent extracts from Saccharomyces cerevisiae: effects of L-A RNA, 5′ cap, and 3′ poly(A) tail on translational efficiency of mRNAs. Methods. 11, 353-360 (1997).
  21. Jackson, R. J., Hunt, T. Preparation and use of nuclease-treated rabbit reticulocyte lysates for the translation of eukaryotic messenger RNA. Methods in Enzymology. 96, 50-74 (1983).
  22. Sachs, M. S., et al. Toeprint analysis of the positioning of translation apparatus components at initiation and termination codons of fungal mRNAs. Methods. 26, 105-114 (2002).
  23. Tarun, S. Z., Sachs, A. B. A common function for mRNA 5′ and 3′ ends in translation initiation in yeast. Genes and Development. 9, 2997-3007 (1995).
  24. Wang, Z., Sachs, M. S. Ribosome stalling is responsible for arginine-specific translational attenuation in Neurospora crassa. Molecular and Cellular Biology. 17, 4904-4913 (1997).
  25. Wang, Z., Sachs, M. S. Arginine-specific regulation mediated by the Neurospora crassa arg-2 upstream open reading frame in a homologous, cell-free in vitro translation system. Journal of Biological Chemistry. 272, 255-261 (1997).
  26. Fedyukina, D. V., Cavagnero, S. Protein folding at the exit tunnel. Annual Review of Biophysics. 40, 337-359 (2011).
  27. Jha, S., Komar, A. A. Birth, life and death of nascent polypeptide chains. Biotechnology Journal. 6, 623-640 (2011).
  28. Gregorio, N. E., Levine, M. Z., Oza, J. P. A user’s guide to cell-free protein synthesis. Methods and Protocols. 2, 24 (2019).
  29. Zhovmer, A., Qu, X. Proximal disruptor aided ligation (ProDAL) of kilobase-long RNAs. RNA Biology. 13, 613-621 (2016).
  30. Wu, C., Sachs, M. S. Preparation of a Saccharomyces cerevisiae cell-free extract for in vitro translation. Methods in Enzymology. 539, 17-28 (2014).
  31. Zhao, R., Rueda, D. RNA folding dynamics by single-molecule fluorescence resonance energy transfer. Methods. 49, 112-117 (2009).
  32. Chandradoss, S. D., et al. Surface passivation for single-molecule protein studies. Journal of Visualized Experiments. (86), e50549 (2014).
  33. Deindl, S., Zhuang, X. Monitoring conformational dynamics with single-molecule fluorescence energy transfer: applications in nucleosome remodeling. Methods in Enzymology. 513, 59-86 (2012).
  34. Greene, E. C., Wind, S., Fazio, T., Gorman, J., Visnapuu, M. L. DNA curtains for high-throughput single-molecule optical imaging. Methods in Enzymology. 472, 293-315 (2010).
  35. Gaba, A., Wang, Z., Krishnamoorthy, T., Hinnebusch, A. G., Sachs, M. S. Physical evidence for distinct mechanisms of translational control by upstream open reading frames. The EMBO Journal. 20, 6453-6463 (2001).
  36. Schaffer, B., Grogger, W., Kothleitner, G. Automated spatial drift correction for EFTEM image series. Ultramicroscopy. 102, 27-36 (2004).
  37. Wang, Y., et al. Localization events-based sample drift correction for localization microscopy with redundant cross-correlation algorithm. Optics Express. 22, 15982-15991 (2014).
  38. Sugar, J. D., Cummings, A. W., Jacobs, B. W., Robinson, B. D. A free Matlab script for spacial drift correction. Microscopy Today. 22, 40-47 (2014).
  39. Chenouard, N., et al. Objective comparison of particle tracking methods. Nature Methods. 11, 281-289 (2014).
  40. Meijering, E., Dzyubachyk, O., Smal, I. Methods for cell and particle tracking. Methods in Enzymology. 504, 183-200 (2012).
  41. Chung, S. H., Kennedy, R. A. Forward-backward non-linear filtering technique for extracting small biological signals from noise. Journal of Neuroscience Methods. 40, 71-86 (1991).
  42. Ensign, D. L., Pande, V. S. Bayesian detection of intensity changes in single molecule and molecular dynamics trajectories. Journal of Physical Chemistry B. 114, 280-292 (2010).
  43. Blanco, M., Walter, N. G. Analysis of complex single-molecule FRET time trajectories. Methods in Enzymology. 472, 153-178 (2010).
  44. Shuang, B., et al. Fast step transition and state identification (STaSI) for discrete single-molecule data analysis. The Journal of Physical Chemistry Letters. 5, 3157-3161 (2014).
  45. White, D. S., Goldschen-Ohm, M. P., Goldsmith, R. H., Chanda, B. Top-down machine learning approach for high-throughput single-molecule analysis. Elife. 9, 53357 (2020).
  46. Vassilenko, K. S., Alekhina, O. M., Dmitriev, S. E., Shatsky, I. N., Spirin, A. S. Unidirectional constant rate motion of the ribosomal scanning particle during eukaryotic translation initiation. Nucleic Acids Research. 39, 5555-5567 (2011).
  47. Zheng, Q., et al. Ultra-stable organic fluorophores for single-molecule research. Chemical Society Review. 43, 1044-1056 (2014).
  48. Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. An oxygen scavenging system for improvement of dye stability in single-molecule fluorescence experiments. Biophysical Journal. 94, 1826-1835 (2008).
  49. Shi, X., Lim, J., Ha, T. Acidification of the oxygen scavenging system in single-molecule fluorescence studies: in situ sensing with a ratiometric dual-emission probe. Analytical Chemistry. 82, 6132-6138 (2010).
  50. Berthelot, K., Muldoon, M., Rajkowitsch, L., Hughes, J., McCarthy, J. E. Dynamics and processivity of 40S ribosome scanning on mRNA in yeast. Molecular Microbiology. 51, 987-1001 (2004).
check_url/pt/61648?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Gaba, A., Wang, H., Qu, X. An In Vitro Single-Molecule Imaging Assay for the Analysis of Cap-Dependent Translation Kinetics. J. Vis. Exp. (163), e61648, doi:10.3791/61648 (2020).

View Video