Summary

Segmentation de la croissance des cellules endothéliales dans des plaques à 6 puits sur un agitateur orbital pour les études mécanobiologiques

Published: June 03, 2021
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Summary

Ce protocole décrit une méthode de revêtement pour limiter la croissance des cellules endothéliales à une région spécifique d’une plaque de 6 puits pour l’application de contrainte de cisaillement à l’aide du modèle de shaker orbital.

Abstract

L’effort de cisaillement imposé sur la paroi artérielle par le flux de sang affecte la morphologie et la fonction endothéliales de cellules. De basse ampleur, les contraintes oscillatoires et multidirectionnelles de cisaillement tous ont été postulés pour stimuler un phénotype pro-athérosclérotique en cellules endothéliales, tandis que l’ampleur élevée et le cisaillement unidirectionnel ou uniaxial sont pensés pour favoriser l’homéostasie endothéliale. Ces hypothèses exigent l’enquête plus approfondie, mais les techniques in vitro traditionnelles ont des limites, et sont particulièrement pauvres à imposer des contraintes de cisaillement multidirectionnel sur des cellules.

Une méthode qui gagne de plus en plus d’utilisation est de culturer des cellules endothéliales dans des plaques multi-puits standard sur la plate-forme d’un agitateur orbital; dans cette méthode simple, peu coûteuse, à haut débit et chronique, le milieu tourbillonnant produit différents modèles et amplitudes de cisaillement, y compris un cisaillement multidirectionnel, dans différentes parties du puits. Cependant, il a une limite importante: les cellules d’une région, exposées à un type d’écoulement, peuvent libérer des médiateurs dans le milieu qui affectent les cellules dans d’autres parties du puits, exposées à des écoulements différents, faussant ainsi la relation apparente entre l’écoulement et le phénotype.

Nous présentons ici une modification facile et abordable de la méthode qui permet aux cellules d’être exposées uniquement à des caractéristiques de contrainte de cisaillement spécifiques. L’ensemencement cellulaire est limité à une région définie du puits en recouvrant la région d’intérêt de fibronectine, suivie d’une passivation à l’aide d’une solution passivante. Par la suite, les plaques peuvent être tourbillonnées sur le shaker, ce qui entraîne l’exposition des cellules à des profils de cisaillement bien définis tels que le cisaillement multidirectionnel de faible magnitude ou le cisaillement uniaxial de magnitude élevée, selon leur emplacement. Comme précédemment, l’utilisation de plastiques de culture cellulaire standard permet une analyse plus approfondie des cellules. La modification a déjà permis la démonstration de médiateurs solubles, libérés par l’endothélium sous des caractéristiques de contrainte de cisaillement définies, qui affectent les cellules situées ailleurs dans le puits.

Introduction

Les réponses des cellules vasculaires à leur environnement mécanique sont importantes dans le fonctionnement normal des vaisseaux sanguins et dans le développement de la maladie1. La mécanobiologie des cellules endothéliales (CE) qui tapent la surface intérieure de tous les vaisseaux sanguins a été un centre particulier de la recherche mécanobiologique parce que les CE subissent directement le stress de cisaillement généré par le flux sanguin sur eux. Divers changements phénotypiques tels que les réponses inflammatoires, la rigidité et la morphologie altérées, la libération de substances vasoactives, ainsi que la localisation et l’expression des protéines jonctionnelles dépendent de l’exposition à la CE au stress de cisaillement2,3,4. Les propriétés endothéliales dépendantes du cisaillement peuvent également expliquer le développement inégal de maladies telles que l’athérosclérose5,6,7.

Il est utile d’étudier l’effet du cisaillement sur les CE en culture, où les contraintes peuvent être contrôlées et où les CE peuvent être isolés d’autres types de cellules. Les dispositifs in vitro couramment utilisés pour appliquer une contrainte de cisaillement aux CE comprennent la chambre d’écoulement à plaques parallèles et le viscosimètre à cône et plaque, mais seuls les écoulements uniaxiaux stables, oscillatoires et pulsatiles peuvent être appliqués8,9. Bien que des chambres d’écoulement modifiées avec des géométries coniques ou ramifiées et des puces microfluidiques imitant une géométrie par sténose aient été développées, leur faible débit et la durée de culture relativement courte qui est possible posent un défi10, 11.

La méthode du shaker orbital (ou du tourbillon bien) pour l’étude de la mécanotransduction endothéliale, dans laquelle les cellules sont cultivées dans un plastique de culture cellulaire standard placé sur la plate-forme d’un shaker orbital, attire de plus en plus l’attention parce qu’elle est capable d’imposer de manière chronique des modèles de contrainte de cisaillement complexes et spatialement variables sur les CE à haut débit (voir l’examen par Warboys et al.12). Des simulations de dynamique des fluides numérique (CFD) ont été utilisées pour caractériser la variation spatiale et temporelle de la contrainte de cisaillement dans un puits tourbillonnant. Le mouvement tourbillonnant du milieu de culture causé par le mouvement orbital de la plate-forme agitatrice sur laquelle la plaque est placée conduit à un écoulement multidirectionnel de faible magnitude (LMMF, ou flux putativement pro-athérogène) au centre et à un écoulement uniaxial de magnitude élevée (HMUF, ou flux putativement athéroprotecteur) au bord des puits d’une plaque de 6 puits. Par exemple, la contrainte de cisaillement de la paroi moyenne dans le temps (TAWSS) est d’environ 0,3 Pa au centre et de 0,7 Pa au bord d’une plaque à 6 puits tourbillonnante à 150 tr/min avec un rayon orbital de 5 mmde 13. La méthode ne nécessite que de la vaisselle disponible dans le commerce et le shaker orbital lui-même.

Il y a cependant un inconvénient à la méthode (et à d’autres méthodes d’imposition des écoulements in vitro) : les CE libèrent des médiateurs solubles et des microparticules de manière dépendante du cisaillement14,15,16 et ce sécrétome peut affecter les CE dans des régions du puits autres que celle dans laquelle ils ont été libérés, en raison du mélange dans le milieu tourbillonnant. Ceci peut masquer les effets réels de l’effort de cisaillement sur le phénotype d’EC. Par exemple, Ghim et al. ont émis l’hypothèse que cela explique l’influence apparemment identique de différents profils de cisaillement sur le transport transcellulaire de grosses particules17.

Ici nous décrivons une méthode pour favoriser l’adhérence endothéliale humaine de cellules de veine ombilicale (HUVEC) dans des régions spécifiques d’un plat de 6 puits utilisant le revêtement de fibronectin tout en utilisant pluronique F-127 pour passivate la surface et empêcher la croissance ailleurs. La méthode résout la limitation décrite ci-dessus car, en segmentant la croissance cellulaire, les CE n’éprouvent qu’un seul type de profil de cisaillement et ne sont pas influencés par les sécrétomes des CE exposés à d’autres profils ailleurs dans le puits.

Protocol

1. Fabrication de dispositifs et préparation de réactifs Fabrication d’un module en acier inoxydable Fabriquer le module en acier inoxydable à partir d’un acier inoxydable de nuance 316 à l’aide d’une fraiseuse CNC selon le dessin technique fourni(figure 1). Impression 3D d’un moule en polydiméthylsiloxane (PDMS) Préparez un modèle de conception assistée par ordinateur (CAO) 3D du moule PDMS à l’aide de SolidWorks conform?…

Representative Results

L’adhérence de HUVECs aux régions du plat de puits non revêtues de fibronectin a été abrogée par passivation pluronique F-127 ; La croissance a été confinée à la région recouverte de fibronectine même après 72 h de culture, avec et sans application de contrainte de cisaillement(figure 4A, figure 4C). Sans la passivation pluronique F-127, les HUVECs se sont fixés à la surface sans fibronectine et avaient prolifér…

Discussion

La méthode des puits tourbillonnants est capable de générer des profils d’écoulement complexes dans un seul puits – flux multidirectionnel de faible magnitude (LMMF) au centre et écoulement uniaxial de haute magnitude (HMUF) au bord du puits. Cependant, les sécrétions médiées par le stress de cisaillement du médiateur soluble seront mélangées dans le milieu tourbillonnant et affecteront les cellules de l’ensemble du puits, masquant potentiellement le véritable effet d’un profil de stress de cisaillemen…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient chaleureusement une subvention de projet de la British Heart Foundation (à PDW), une subvention TAAP et DYNAMO du National Medical Research Council Singapore (à XW, NMRC/OFLCG/004/2018, NMRC/OFLCG/001/2017), une bourse d’études supérieures A*STAR (à KTP) et une bourse d’études du British Heart Foundation Center of Research Excellence (à MA).

Materials

Cell and Media
Endothelial Growth Medium (EGM-2) Lonza cc-3162
Human Umbilical Vein Endothelial Cells NA NA Isolated from cords obtained from donors with uncomplicated labour at the Hammersmith Hospital
Reagents and Materials
Alexa Fuor 488-labelled goat anti-rabbit IgG Thermofisher Scientific A11008
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A9418-50G
Falcon 6 Well Clear Flat Bottom Not Treated  Scientific Laboratory Supplies Ltd  351146
Fibronectin from Bovine Plasma Sigma-Aldrich F1141-5MG
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127-500G
Phosphate-Buffered Saline Sigma-Aldrich D8537-6X500ML
Pluronic F-127 Sigma-Aldrich P2443
Recombinant Human TNF-a Peprotech 300-01A
RS PRO 2.85 mm Black PLA 3D Printer Filament, 1 kg RS 832-0264
Stainless Steel 316 Metal Supermarket NA
Sylgard184 Silicone Elastomer kit Farnell 101697
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100-100ML
Trypsin-EDTA solution Sigma-Aldrich T4049-100ML
Zonula Occludens-1 (ZO-1) antibody Cell Signaling Technology 13663
DRAQ5 (5mM) Bio Status DR50200
Equipments
Grant Orbital Shaker PSU-10i Scientific Laboratory Supplies Ltd  SHA7930
Leica TCS SP5 Confocal Microscope Leica NA
Retaining Ring Pliers Misumi RTWP32-58
Retaining Rings/Internal/C-Type Misumi RTWS35
Ultimaker 2+3-D printer Ultimaker NA
Softwares
Cura 2.6.2 Ultimaker NA
MATLAB The MathWorks NA
Solidworks 2016 Dassault Systemes NA

Referências

  1. Hahn, C., Schwartz, M. A. Mechanotransduction in vascular physiology and atherogenesis. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10 (1), 53-62 (2009).
  2. Wang, C., Baker, B. M., Chen, C. S., Schwartz, M. A. Endothelial Cell Sensing of Flow Direction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 33 (9), 2130-2136 (2013).
  3. Tzima, E., et al. A mechanosensory complex that mediates the endothelial cell response to fluid shear stress. Nature. 437, 426-431 (2005).
  4. Potter, C. M. F., Schobesberger, S., Lundberg, M. H., Weinberg, P. D., Mitchell, J. A., Gorelik, J. Shape and compliance of endothelial cells after shear stress in vitro or from different aortic regions: Scanning ion conductance microscopy study. PLoS ONE. 7 (2), 1-5 (2012).
  5. Asakura, T., Karino, T. Flow Patterns and Spatial Distribution of Atherosclerotic Lesions in Human. Circulation Research. 66 (4), 1045-1067 (1990).
  6. Bond, A. R., Iftikhar, S., Bharath, A. A., Weinberg, P. D. Morphological evidence for a change in the pattern of aortic wall shear stress with age. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (3), 543-550 (2011).
  7. Giddens, D. P., Zarins, C. K., Glagov, S. The role of fluid mechanics in the localization and detection of atherosclerosis. Journal of biomechanical engineering. 115, 588-594 (1993).
  8. Schnittler, H. J., Franke, R. P., Akbay, U., Mrowietz, C., Drenckhahn, D. Improved in vitro rheological system for studying the effect of fluid shear stress on cultured cells. The American journal of physiology. 265, 289-298 (1993).
  9. Levesque, M. J., Nerem, R. M. The elongation and orientation of cultured endothelial cells in response to shear stress. Journal of biomechanical engineering. 107 (4), 341-347 (1985).
  10. Chiu, J., et al. Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells. Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).
  11. Venugopal Menon, N., et al. A tunable microfluidic 3D stenosis model to study leukocyte-endothelial interactions in atherosclerosis. APL Bioengineering. 2 (1), 016103 (2018).
  12. Warboys, C. M., Ghim, M., Weinberg, P. D. Understanding mechanobiology in cultured endothelium: A review of the orbital shaker method. Atherosclerosis. 285, 170-177 (2019).
  13. Ghim, M., Pang, K. T., Arshad, M., Wang, X., Weinberg, P. D. A novel method for segmenting growth of cells in sheared endothelial culture reveals the secretion of an anti-inflammatory mediator. Journal of Biological Engineering. 12 (1), 15 (2018).
  14. Sage, H., Pritzl, P., Bornstein, P. Secretory phenotypes of endothelial cells in culture: comparison of aortic, venous, capillary, and corneal endothelium. Arteriosclerosis. 1 (6), 427-442 (1981).
  15. Tunica, D. G., et al. Proteomic analysis of the secretome of human umbilical vein endothelial cells using a combination of free-flow electrophoresis and nanoflow LC-MS/MS. Proteomics. 9, 4991-4996 (2009).
  16. Griffoni, C., et al. Modification of proteins secreted by endothelial cells during modeled low gravity exposure. Journal of Cellular Biochemistry. 112, 265-272 (2011).
  17. Ghim, M., et al. Visualization of three pathways for macromolecule transport across cultured endothelium and their modification by flow. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (5), 959-973 (2017).
  18. Levesque, M. J., Liepsch, D., Moravec, S., Nerem, R. M. Correlation of endothelial cell shape and wall shear stress in a stenosed dog aorta. Arteriosclerosis: An Official Journal of the American Heart Association, Inc. 6 (2), 220-229 (1986).

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Citar este artigo
Pang, K. T., Ghim, M., Arshad, M., Wang, X., Weinberg, P. D. Segmenting Growth of Endothelial Cells in 6-Well Plates on an Orbital Shaker for Mechanobiological Studies. J. Vis. Exp. (172), e61817, doi:10.3791/61817 (2021).

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