Summary

En Murine Hale Lymphedema Model

Published: February 10, 2021
doi:

Summary

Lymphedema er ekstremitet hævelse forårsaget af lymfe dysfunktion. Vi beskriver en kronisk murin hale model af Lymphedema og den nye brug af væv nanotransfection teknologi (TNT) for genetisk last levering til halen.

Abstract

Lymphedema er ekstremitet hævelse forårsaget af lymfe dysfunktion. Den berørte lemmer forstørrer på grund af ophobning af væske, fedt og fibrose. Der er ingen kur mod denne sygdom. En mus hale model, der bruger en brændvidde fuld tykkelse hud excision nær bunden af halen, hvilket resulterer i hale hævelse, er blevet brugt til at studere Lymphedema. Men, denne model kan resultere i vaskulære omfatter og deraf følgende hale nekrose og tidlig hale hævelse opløsning, begrænse dens kliniske omsættelighed. Den kroniske murin hale Lymphedema model inducerer vedvarende Lymphedema over 15 uger og en pålidelig perfusion til halen. Forbedringer af den traditionelle murin hale Lymphedema model omfatter 1) præcis fuld tykkelse excision og lymfeklip ved hjælp af et kirurgisk mikroskop, 2) bekræftelse af postoperative arteriel og venøs perfusion ved hjælp af høj opløsning laser speckle, og 3) funktionel vurdering ved hjælp af indocyanin grøn nær infrarød laser lymfefiliography. Vi bruger også væv nanotransfection teknologi (TNT) for nye ikke-virale, transkutane, brændpunkt levering af genetisk last til musen hale vaskulatur.

Introduction

Lymphedema er ekstremitet hævelse forårsaget af lymfe dysfunktion. Det berørte lem forstørrer på grund af ophobning af væske, fedt og fibrose1. Lymphedema påvirker 250 millioner mennesker på verdensplan2,3,4. Det anslås, at 20-40% af patienter, der gennemgår behandling for solide maligniteter, såsom brystkræft, melanom, gynækologiske / urologiske tumorer, eller sarkomer, udvikle Lymphedema2,4,5. Sygelighed fra Lymphedema omfatter tilbagevendende infektioner, smerter, og deformitet6. Der er ingen kur mod denne progressive, livslange sygdom. Nuværende behandlinger er variaby effektiv7 og omfatter kompression, komplet dekongetiv behandling af fysioterapeuter, excisional procedurer, og mikrokirurgiske operationer, herunder vaskulære lymfeknude overførsel og lymfeknude bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Den ideelle behandling for Lymphedema er endnu ikke opdaget.

Undersøgelse af mekanisme og behandling af Lymphedema har været begrænset. Der er en gennemsnitlig forsinket debut på et år efter lymfeskade15,16 og de fleste personer, der oplever iatrogen fornærmelse med stråling og kirurgi ikke udvikler Lymphedema4,6,17. Selvom store dyremodeller, herunder hunde, får og gris er blevet beskrevet18,19,20, har musehalemodellen været den mest anvendte på grund af lethed, omkostninger og reproducibilty. Musemodeller til undersøgelse af Lymphedema omfatter en halemodel, difteri-toksinmedieret lymfeablation og aksillære eller popliteal lymfeknude dissektion21,22,23,24,25,26. De fleste hale modeller bruger en fokal, fuld tykkelse hud excision med lymfekanal klipning, der udføres nær bunden af halen22, hvilket resulterer i hale hævelse og histologiske træk svarende til human Lymphedema24,27,28,29. Standard murine halemodellen forsvinder dog typisk spontant på så få som 20 dage og ledsages af periodisk halenekrose30. Lymphedema mus hale model udvider en vedvarende Lymphedema ud over 15 uger, viser bekræftet arteriel og venøs patency, og giver funktionelle lymfe dysfunktion vurdering.

En murine hale model af Lymphedema giver mulighed for evaluering af nye terapeutiske til behandling af Lymphedema. Genbaserede strategier er blevet brugt i musemodellen medieret af virale vektorer31,32. Vi bruger også en ny væv nanotransfection teknologi (TNT) for genetisk last levering til lymfødem musehale. TNT letter direkte, transkutan genlevering ved hjælp af en chip med nanokanaler i et hurtigt fokuseret elektrisk felt33,34,35,36. Modellen omfatter brug af TNT2.0 at give mulighed for fokal gen levering af potentielle gen-baserede therapeutics til lymfeskade stedet for musen hale35.

Protocol

Protokollen følger retningslinjerne fra institutionens etiske komité for dyreforsøg. Alle dyreforsøg blev godkendt af Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Dyr blev opstaldet under en 12-timers lys-mørk cyklus med mad og vand ad libitum. 1. Kirurgisk forstyrrelse af musehale lymfeknuder Brug otte uger gamle C57BL/6 mus med lige kønsfordeling. Placer en mus under generel anæstesi i et induktionskammer med 3-4% isoflurane i …

Representative Results

Teknikken til musehalemodellen for vedvarende Lymphedema er vist i figur 1. Figuren udviser den relevante anatomi af musen hale model. Figur 2 viser den gradvise hævelse og vedvarende lymfedel i musehale efter Lymphedema induktion. Musen hale volumen, som beregnet af afkortet kegle ligning, toppe i uge 4 og plateauer til uge 6 efterfulgt af gradvis forbedring, der opretholdes til uge 15. Halevolumen kan bruges som en resultatvar…

Discussion

Lymphedema er kategoriseret som en primær (medfødt) eller sekundær (iatrogen lymfe) skade38,39. Sekundær Lymphedema omfatter 99% aftilfældene 39. Sekundær lymphedema er oftest forårsaget af infektion (filariasis) eller post-onkologisk behandling med lymfektomi eller stråling4,39. En translationel dyremodel er udfordrende for sekundær Lymphedema, da 70% af dyr behandlet med…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af tilskud finansiering fra American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship og Department of Defense W81XWH2110135   til AHH. Æstetisk Kirurgi Uddannelse og Research Foundation tilskud til MS NIH U01DK119099, R01NS042617 og R01DK125835 til CKS.

Materials

Surgical Microscope Leica, Wetzlar, Germany MSV266
Adherent Dressing (Tegaderm) 3M, St. Paul, Minn. 1626W
Laser speckle (Pericam PSI System ) Perimed AB, Stockholm, Sweden) PSIZ
Near-infrared laser (LUNA) Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) LU3000
C57BL/6 mice Jackson Laboratories 000664
Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth Fine Science Tools (USA) Inc. 11019-12
V-Hook Fine Science Tools (USA) Inc. 18052-12
Scalpel SS NO15 Fischer Scientific 29556
Disposable Needle 30GX1 Fischer Scientific 305128
Operating Scissors Fischer Scientific 12-460-796
Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in Fischer Scientific 50-118-4255
Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge Fine Science Tools (USA) Inc. 15024-10
Cardiogreen Sigma I2633-25MG
IsosulfanBlue (Lymphazurin)  50 mg/5ml Mylan 67457-220-05

Referências

  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
check_url/pt/61848?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Hassanein, A. H., Sinha, M., Neumann, C. R., Mohan, G., Khan, I., Sen, C. K. A Murine Tail Lymphedema Model. J. Vis. Exp. (168), e61848, doi:10.3791/61848 (2021).

View Video