בידוד אדיפוציטים בני קיימא ומקטע כלי דם סטרומלי מרקמת השומן הקרבית האנושית המתאימה לניתוח RNA ופנוטיפ מקרופאגים
Summary
פרוטוקול זה מספק שיטת עיכול יעילה של collagenase לבידוד של אדיפוציטים בני קיימא ותאי SVF של מקטע כלי דם סטרומה משומן בטני אנושי בתהליך יחיד, כולל מתודולוגיה להשגת RNA באיכות גבוהה מאדיפוציטים ופנוטיפפיקציה של SVF-מקרופאגים באמצעות צביעה של סמנים מרובים הקשורים לממברנה לניתוח על ידי ציטומטריית זרימה.
Abstract
רקמת השומן הקרבי (VAT) היא איבר מטבולי פעיל המורכב בעיקר מאדיפוציטים בוגרים ותאי מקטע כלי דם סטרומליים (SVF), המשחררים מולקולות ביו-אקטיביות שונות השולטות בתהליכים מטבוליים, הורמונליים וחיסוניים; נכון לעכשיו, לא ברור כיצד תהליכים אלה מוסדרים בתוך רקמת השומן. לכן, פיתוח שיטות להערכת תרומתה של כל אוכלוסיית תאים לפתופיזיולוגיה של רקמת השומן הוא קריטי. פרוטוקול זה מתאר את שלבי הבידוד ומספק את הנחיות פתרון הבעיות הדרושות לבידוד יעיל של אדיפוציטים בוגרים ברי קיימא ו- SVF מביופסיות מע”מ אנושיות בתהליך יחיד, תוך שימוש בטכניקת עיכול אנזימטית של collagenase. יתר על כן, הפרוטוקול מותאם גם לזיהוי תת-קבוצות מקרופאגים ולביצוע בידוד RNA אדיפוציט בוגר למחקרי ביטוי גנים, המאפשר ביצוע מחקרים המנתחים את האינטראקציה בין אוכלוסיות תאים אלה. בקצרה, ביופסיות מע”מ נשטפות, טחונות באופן מכני ומתעכלות כדי ליצור תרחיף חד-תאי. לאחר הצנטריפוגה, אדיפוציטים בוגרים מבודדים על ידי הנפקה מכדורית SVF. פרוטוקול מיצוי ה-RNA מבטיח תפוקה גבוהה של סך ה-RNA (כולל miRNAs) מהאדיפוציטים לצורך בדיקות ביטוי במורד הזרם. במקביל, תאי SVF משמשים לאפיון תת-קבוצות מקרופאגים (פנוטיפ פרו ואנטי דלקתי) באמצעות ניתוח ציטומטריית זרימה.
Introduction
רקמת השומן הלבן מורכבת לא רק מתאי שומן או אדיפוציטים, אלא גם ממקטע תאי שאינו שומן המכונה מקטע כלי דם סטרומה (SVF), המכיל אוכלוסיית תאים הטרוגנית המורכבת ממקרופאגים, תאי חיסון אחרים כתאי T רגולטוריים (Tregs), ואאוזינופילים, פרדיפוציטים ופיברובלסטים, המוקפים ברקמת כלי דם וחיבור 1,2. רקמת השומן (AT) נחשבת כיום לאיבר המווסת תהליכים פיזיולוגיים הקשורים לחילוף חומרים ודלקת באמצעות אדיפוקינים, ציטוקינים ומיקרו-רנ”א המיוצרים ומשוחררים על ידי תאים שונים לתוך הרקמה, עם השפעות אוטוקריניות, פרקריניות ואנדוקריניות 3,4. בבני אדם, רקמת השומן הלבן כוללת את רקמת השומן התת עורית (SAT) ואת רקמת השומן הקרבית (VAT), עם הבדלים אנטומיים, מולקולריים, תאיים ופיזיולוגיים חשובים ביניהן 2,5. SAT מייצג עד 80% של AT, בעוד מע”מ ממוקם בתוך חלל הבטן, בעיקר mesentery ו omentum, להיות פעיל יותר מטבולית6. יתר על כן, מע”מ הוא איבר אנדוקריני המפריש מתווכים בעלי השפעה משמעותית על משקל הגוף, רגישות לאינסולין, חילוף חומרים של שומנים ודלקות. כתוצאה מכך, הצטברות מע”מ מובילה להשמנה בטנית ולמחלות הקשורות להשמנת יתר כגון סוכרת מסוג 2, תסמונת מטבולית, יתר לחץ דם וסיכון למחלות לב וכלי דם, המייצגים מנבא טוב יותר לתמותה הקשורה להשמנת יתר 6,7,8,9.
בתנאים הומיאוסטטיים אדיפוציטים, מקרופאגים ותאי חיסון אחרים משתפים פעולה כדי לשמור על חילוף החומרים של מע”מ באמצעות הפרשת מתווכים אנטי דלקתיים10. עם זאת, הרחבת מע”מ מוגזמת מקדמת גיוס של תאי T פעילים, תאי NK ומקרופאגים. למעשה, במע”מ רזה, היחס בין המקרופאגים הוא 5%, בעוד שיחס זה עולה עד 50% בהשמנת יתר, כאשר קיטוב המקרופאגים מפנוטיפ אנטי דלקתי לפנוטיפ פרו-דלקתי, יוצר סביבה דלקתית כרונית10,11.
כתוצאה ממגפת ההשמנה, מספר מדהים של דיווחים עלו המתייחסים לנושאי מחקר שונים של מע”מ, כולל ביולוגיה של אדיפוציטים, אפיגנטיקה, דלקת, תכונות אנדוקריניות ואזורים מתפתחים כמו שלפוחיות חוץ-תאיות, בין היתר 8,10,12,13. עם זאת, למרות שסביבת המע”מ מוגדרת על ידי הצלבה בין אדיפוציטים לבין המקרופאגים המתגוררים או המגיעים, רוב המחקרים התמקדו באוכלוסיית תאים אחת בלבד, ויש מידע מועט על האינטראקציה של תאים אלה במע”מ והשלכותיהם הפתופיזיולוגיות11,14. יתר על כן, מחקרים יקרי ערך העוסקים ביחסי הגומלין בין אדיפוציט-מקרופאגים ב-AT בוצעו באמצעות קווי תאים, ללא תנאי הפריימינג in vivo 11,14,15. אסטרטגיה מתאימה לנתח את האינטראקציה או את התרומה המסוימת של תאים אלה במע”מ דורשת בידוד של שני סוגי התאים מאותה ביופסיית שומן כדי לבצע בדיקות במבחנה המשקפות דומות ככל האפשר את תכונות in vivo המווסתות את חילוף החומרים במע”מ.
למרות ששיטות הדיסוציאציה הלא-אנזימטיות המבוססות על כוחות מכניים לשבירת ה-AT מבטיחות מניפולציה מינימלית, לא ניתן להשתמש בשיטות אלה אם המטרה היא לחקור תאי SVF, מכיוון שיש להם יעילות נמוכה יותר בשחזור תאים ויכולת קיום נמוכה של תאים בהשוואה לשיטות אנזימטיות, ויש צורך בנפח רקמה גדול יותר16,17. עיכול אנזימטי באמצעות collagenase היא שיטה עדינה המאפשרת עיכול נאות של קולגן וחלבוני מטריצה חוץ תאיים של רקמות סיביות כגון WAT18 והוא משמש לעתים קרובות כאשר טריפסין אינו יעיל או מזיק19. הפרוטוקול מספק הנחיות בסיסיות לפתרון בעיות לבידוד יעיל של אדיפוציטים בוגרים ותאי SVF ברי קיימא מביופסיות מע”מ אנושיות בתהליך יחיד, תוך שימוש בטכניקת עיכול אנזימטי של קולגן-אז, ומספק מידע כדי להבטיח תפוקות גבוהות (כמות, טוהר ושלמות) של סך כל הרנ”א מאדיפוציטים בוגרים, כולל מיקרו-רנ”א, עבור יישומי ביטוי במורד הזרם. במקביל, הפרוטוקול מותאם לזיהוי תת-קבוצות מקרופאגים מתאי SVF באמצעות צביעה של סמנים מרובים הקשורים לקרום לצורך ניתוח נוסף על ידי ציטומטריית זרימה20.
Protocol
Representative Results
Discussion
מע”מ משחק תפקיד מכריע בוויסות מטבולי ודלקת. העניין הגובר בתפקידם של אדיפוציטים ותאי מערכת החיסון בדלקת הכרונית הקשורה להשמנת יתר הוביל לפיתוח טכניקות שונות להפרדת תאי SVF ושומן הנמצאים ב- AT. עם זאת, רוב הטכניקות אינן מאפשרות להשיג את שתי קבוצות התאים השונות הללו הניתנות ליישום במורד הזרם מא…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
מחקר זה נתמך על ידי המכון הלאומי לפרינטולוגיה (מספרי מענקים: 3300-11402-01-575-17 ו- 212250-3210-21002-06-15) ו- CONACyT, Fondo Sectorial de Investigacion en Salud y Seguridad Social (FOSISS) (מספר מענק 2015-3-2-61661).
Materials
| 0.2 mL PCR tubes | Axygen | PCR-02-C | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 1.5 mL microcentrifuge tubes | Axygen | MCT-150-C | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 10 mL serological pipettes | Corning | CLS4101-50EA | Individually plastic wrapped |
| 10 µL universal pipet tip | Axygen | T-300-L-R | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 10 µL universal pipet tip | Axygen | T-300-R-S | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 1000 µL universal pipet tip | Axygen | T-1000-B-R | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 2.0 mL microcentrifuge tube | Axygen | MCT-200-C | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 200 µL universal pipet tip | Axygen | T-200-Y-R | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
| 2100 Bioanalyzer Instrument | Agilent | G2939BA | – |
| 2101 Bioanalyzer PC | Agilent | G2953CA | 2100 Expert Software pre-installed in PC |
| 5 ml Round Bottom Polystyrene Test Tube | Corning | 352003 | Snap cap, sterile |
| 50 mL centrifuge tubes | Corning | CLS430828-100EA | Polipropilene, conical bottom and sterile |
| Acid-guanidinium-phenol based reagent | Zymo Research | R2050-1-200 | TRI Reagent or similar |
| Agilent RNA 6000 Nano Kit | Agilent | 5067-1511 | – |
| Agilent Small RNA Kit | Agilent | 5067-1548 | – |
| APC/Cy7 anti-human CD14 Antibody | BioLegend | 325620 | 0.4 mg/106 cells, present on monocytes/macrophages, clone HCD14 |
| Baker | – | – | 250 ml, non sterile |
| Bovine serum albumin | Sigma-Aldrich | A3912-100G | Heat shock fraction, pH 5.2, ≥96% |
| Chip priming station | Agilent | 5065-9951 | – |
| Collagenase type II | Gibco | 17101-015 | Powder |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G8270-100G | Powder |
| Direct-zol RNA Miniprep | Zymo Research | R2051 | Supplied with 50 mL TRI reagen |
| Dissecting forceps | – | – | Steel, serrated jaws and round ends |
| Dissection tray | – | – | Stainless steel |
| Ethyl alcohol | Sigma-Aldrich | E7023-500ML | 200 proof, for molecular biology |
| FACS Flow Sheath Fluid | BD Biosciences | 342003 | – |
| FACS Lysing Solution | BD Biosciences | 349202 | – |
| FACSAria III Flow Cytometer/Cell Sorter | BD Biosciences | 648282 | – |
| FASCDiva Software | BD Biosciences | 642868 | Software v6.0 pre-installed |
| Hemacytometer | Sigma | Z359629-1EA | – |
| Manual cell counter | – | – | – |
| Mayo dissecting scisors | – | – | Stainless steel |
| Microcentrifuge | – | – | Adjustable temperature |
| Nanodrop spectrophotometer | Thermo Scientific | ND2000LAPTOP | – |
| Orbital shaker | – | – | Adjustable temperature and speed |
| P10 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642040 | 1 to 10 μL |
| P1000 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642090 | 100 to 1000 μL |
| P2 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642010 | 0.2 to 2 μL |
| P200 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642080 | 20 to 200 μL |
| PCR tube storage rack | Axygen | R96PCRFSP | – |
| PE/Cy5 anti-human HLA-DR Antibody | BioLegend | 307608 | 0.0625 mg/106 cells, present on macrophages, clone L243 |
| PE/Cy7 anti-human CD45 Antibody | BioLegend | 304016 | 0.1 mg/106 cells, present on leukocytes, clone H130 |
| Phosphate buffered saline | Sigma-Aldrich | P3813-10PAK | Powder, pH 7.4, for preparing 1 L solutions |
| Pipette controller | – | – | – |
| Red Blood Cells Lysis Buffer | Roche | 11 814 389 001 | For preferential lysis of red blood cells from human whole blood |
| Refrigerated centrifuge | – | – | Whit adapter for 50 mL conical tubes |
| Sterile Specimen container | – | – | – |
| Transfer pipette | Thermo Scientific-Samco | 204-1S | Sterile |
| Trypan Blue | Gibco | 15250-061 | 0.4% Solution |
| Tube racks | – | – | For different tube sizes |
| Vortex Mini Shaker | Cientifica SENNA | BV101 | – |
Referências
- Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. Adipose-derived stromal vascular fraction cells: update on clinical utility and efficacy. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression. 25 (2), 145-152 (2015).
- Ibrahim, M. M. Subcutaneous and visceral adipose tissue: structural and functional differences. Obesity Reviews. 11 (1), 11-18 (2010).
- Barchetta, I., Cimini, F. A., Ciccarelli, G., Baroni, M. G., Cavallo, M. G. Sick fat: the good and the bad of old and new circulating markers of adipose tissue inflammation. Journal of Endocrinological Investigation. 42 (11), 1257-1272 (2019).
- Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nature Reviews Endocrinology. 15 (9), 507-524 (2019).
- Ronquillo, M. D., et al. Different gene expression profiles in subcutaneous and visceral adipose tissues from Mexican patients with obesity. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 616-626 (2019).
- Mittal, B. Subcutaneous adipose tissue and visceral adipose tissue. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 571-573 (2019).
- West-Eberhard, M. J. Nutrition, the visceral immune system, and the evolutionary origins of pathogenic obesity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (3), 723-731 (2019).
- Kaminski, D. A., Randall, T. D. Adaptive immunity and adipose tissue biology. Trends in Immunology. 31 (10), 384-390 (2010).
- Elffers, T. W., et al. Body fat distribution, in particular visceral fat, is associated with cardiometabolic risk factors in obese women. PLoS One. 12 (9), 0185403 (2017).
- Macdougall, C. E., et al. Visceral adipose tissue immune homeostasis is regulated by the crosstalk between adipocytes and dendritic cell subsets. Cell Metabolism. 27 (3), 588-601 (2018).
- Sarvari, A. K., et al. Interaction of differentiated human adipocytes with macrophages leads to trogocytosis and selective IL-6 secretion. Cell Death & Disease. 6 (1), 1613 (2015).
- Gao, X., Salomon, C., Freeman, D. J. Extracellular vesicles from adipose tissue-A potential role in obesity and type 2 diabetes. Frontiers in Endocrinology. 8 (1), 202 (2017).
- Crujeiras, A. B., et al. Genome-wide DNA methylation pattern in visceral adipose tissue differentiates insulin-resistant from insulin-sensitive obese subjects. Translational Research. 178 (1), 13-24 (2016).
- Surmi, B. K., Hasty, A. H. Macrophage infiltration into adipose tissue: initiation, propagation and remodeling. Future Lipidology. 3 (5), 545-556 (2008).
- Suganami, T., Nishida, J., Ogawa, Y. A paracrine loop between adipocytes and macrophages aggravates inflammatory changes: role of free fatty acids and tumor necrosis factor alpha. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 25 (10), 2062-2068 (2005).
- Bellei, B., Migliano, E., Tedesco, M., Caputo, S., Picardo, M. Maximizing non-enzymatic methods for harvesting adipose-derived stem from lipoaspirate: technical considerations and clinical implications for regenerative surgery. Scientific Reports. 7 (1), 10015 (2017).
- Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7 (1), 88 (2019).
- Seaman, S. A., Tannan, S. C., Cao, Y., Peirce, S. M., Lin, K. Y. Differential effects of processing time and duration of collagenase digestion on human and murine fat grafts. Plastic and Reconstructive Surgery. 136 (2), 189-199 (2015).
- Duarte, A. S., Correia, A., Esteves, A. C. Bacterial collagenases – A review. Critical Reviews in Microbiology. 42 (1), 106-126 (2016).
- Bravo-Flores, E., et al. Macrophage populations in visceral adipose tissue from pregnant women: potential role of obesity in maternal inflammation. International Journal of Molecular Sciences. 19 (4), 1074 (2018).
- Conde-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: review of upcoming techniques. Plastic and Reconstructive Surgery – Global Open. 4 (9), 1017 (2016).
- Oberbauer, E., et al. Enzymatic and non-enzymatic isolation systems for adipose tissue-derived cells: current state of the art. Cell Regeneration. 4 (7), 1-14 (2015).
- van Dongen, J. A., et al. Comparison of intraoperative procedures for isolation of clinical grade stromal vascular fraction for regenerative purposes: a systematic review. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 261-274 (2018).
- Winnier, G. E., et al. Isolation of adipose tissue derived regenerative cells from human subcutaneous tissue with or without the use of an enzymatic reagent. PLoS One. 14 (9), 0221457 (2019).
- Gentile, P., Piccinno, M. S., Calabrese, C. Characteristics and potentiality of human adipose-derived stem cells (hASCs) obtained from enzymatic digestion of fat graft. Cells. 8 (3), 282 (2019).
- Hagman, D. K., et al. Characterizing and quantifying leukocyte populations in human adipose tissue: impact of enzymatic tissue processing. Journal of Immunological Methods. 386 (1-2), 50-59 (2012).
- Lockhart, R., Hakakian, C., Aronowitz, J. Tissue dissociation enzymes for adipose stromal vascular fraction cell isolation: a review. Journal of Stem Cell Research & Therapy. 5 (12), 1000321 (2015).
- Condé-Green, A., et al. Comparison between stromal vascular cells’ isolation with enzymatic digestion and mechanical processing of aspirated adipose tissue. Plastic and Reconstructive Surgery. 134 (4), 54 (2014).
- Markarian, C. F., et al. Isolation of adipose-derived stem cells: a comparison among different methods. Biotechnology Letters. 36 (4), 693-702 (2014).
- Aguena, M., et al. Optimization of parameters for a more efficient use of adipose-derived stem cells in regenerative medicine therapies. Stem cells international. 2012 (1), 303610 (2012).
- Yang, X. F., et al. High efficient isolation and systematic identification of human adipose-derived mesenchymal stem cells. Journal of Biomedical Science. 18 (1), 59 (2011).
- Conde-Green, A., et al. Effects of centrifugation on cell composition and viability of aspirated adipose tissue processed for transplantation. Aesthetic Surgery Journal. 30 (2), 249-255 (2010).
- Hoareau, L., et al. Effect of centrifugation and washing on adipose graft viability: a new method to improve graft efficiency. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 66 (5), 712-719 (2013).
- Xie, Y., et al. The effect of centrifugation on viability of fat grafts: an evaluation with the glucose transport test. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (3), 482-487 (2010).
- Bourin, P., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherapy. 15 (6), 641-648 (2013).
- Kanneganti, T. D., Dixit, V. D. Immunological complications of obesity. Nature Immunology. 13 (8), 707-712 (2012).
- Lee, M. J., Wu, Y., Fried, S. K. Adipose tissue heterogeneity: implication of depot differences in adipose tissue for obesity complications. Molecular Aspects of Medicine. 34 (1), 1-11 (2013).
- Raajendiran, A., Tsiloulis, T., Watt, M. J. Adipose tissue development and the molecular regulation of lipid metabolism. Essays in Biochemistry. 60 (5), 437-450 (2016).
- Rostam, H. M., et al. The impact of surface chemistry modification on macrophage polarisation. Immunobiology. 221 (11), 1237-1246 (2016).
- Chamberlain, L. M., Holt-Casper, D., Gonzalez-Juarrero, M., Grainger, D. W. Extended culture of macrophages from different sources and maturation results in a common M2 phenotype. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (9), 2864-2874 (2015).
- Williams, M. R., Cauvi, D. M., Rivera, I., Hawisher, D., De Maio, A. Changes in macrophage function modulated by the lipid environment. Innate Immunity. 22 (3), 141-151 (2016).
- Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. 2012 (1), 812693 (2012).
- Bajek, A., et al. Does the liposuction method influence the phenotypic characteristic of human adipose-derived stem cells. Bioscience Reports. 35 (3), 00212 (2015).
- van Harmelen, V., et al. Effect of BMI and age on adipose tissue cellularity and differentiation capacity in women. International Journal of Obesity and Related Metabolic Disorders. 27 (8), 889-895 (2003).
- Hemmrich, K., Denecke, B., Paul, N. E., Hoffmeister, D., Pallua, N. RNA isolation from adipose tissue: an optimized procedure for high RNA yield and integrity. Laboratory Medicine. 41 (2), 104-106 (2010).
- Mendez, V., et al. A rapid protocol for purification of total RNA for tissues collected from pigs at a slaughterhouse. Genetics and Molecular Research. 10 (4), 3251-3255 (2011).
- Pena, R. N., Canovas, A., Estany, J. Technical note: Efficient protocol for isolation of total ribonucleic acid from lyophilized fat and muscle pig samples. Journal of Animal Science. 88 (2), 442-445 (2010).
- Pratt, S. L., Burns, T. A., Owens, M. D., Duckett, S. K. Isolation of total RNA and detection procedures for miRNA present in bovine-cultured adipocytes and adipose tissues. Methods in Molecular Biology. 936 (1), 181-194 (2013).
- Cirera, S. Highly efficient method for isolation of total RNA from adipose tissue. BMC Research Notes. 6 (1), 472 (2013).
- Rio, D. C., Ares, M., Hannon, G. J., Nilsen, T. W. Purification of RNA using TRIzol (TRI reagent). Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (6), (2010).
- Cho, K. W., Morris, D. L., Lumeng, C. N. Flow cytometry analyses of adipose tissue macrophages. Methods in Enzymology. 537 (1), 297-314 (2014).
- Berry, R., Rodeheffer, M. S. Characterization of the adipocyte cellular lineage in vivo. Nature Cell Biology. 15 (3), 302-308 (2013).
- Jang, Y., et al. Characterization of adipose tissue-derived stromal vascular fraction for clinical application to cartilage regeneration. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Animal. 51 (2), 142-150 (2015).
- Nicoletti, G. F., De Francesco, F., D’Andrea, F., Ferraro, G. A. Methods and procedures in adipose stem cells: state of the art and perspective for translation medicine. Journal of Cellular Physiology. 230 (3), 489-495 (2015).
- Palumbo, P., et al. Methods of isolation, characterization and expansion of human adipose-derived stem cells (ASCs): an overview. International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), 1897 (2018).
- Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (18), 4252-4260 (2017).
- Silva, K. R., et al. Characterization of stromal vascular fraction and adipose stem cells from subcutaneous, preperitoneal and visceral morbidly obese human adipose tissue depots. PLoS One. 12 (3), 0174115 (2017).
- Wankhade, U. D., Shen, M., Kolhe, R., Fulzele, S. Advances in adipose-derived stem cells isolation, characterization, and application in regenerative tissue engineering. Stem Cells International. 2016 (1), 3206807 (2016).
- Zavan, B., et al. Persistence of CD34 stem marker in human lipoma: searching for cancer stem cells. International Journal of Biological Sciences. 11 (10), 1127-1139 (2015).
- Dey, A., Allen, J., Hankey-Giblin, P. A. Ontogeny and polarization of macrophages in inflammation: blood monocytes versus tissue macrophages. Frontiers in Immunology. 5 (1), 683 (2014).
- Liddiard, K., Taylor, P. R. Understanding local macrophage phenotypes in disease: shape-shifting macrophages. Nature Medicine. 21 (2), 119-120 (2015).
- Prieur, X., et al. Differential lipid partitioning between adipocytes and tissue macrophages modulates macrophage lipotoxicity and M2/M1 polarization in obese mice. Diabetes. 60 (3), 797-809 (2011).
- Wang, H., et al. CD68(+)HLA-DR(+) M1-like macrophages promote motility of HCC cells via NF-kappaB/FAK pathway. Cancer Letters. 345 (1), 91-99 (2014).
- Yamamoto, Y., et al. Decreased human leukocyte antigen-DR expression in the lipid raft by peritoneal macrophages from women with endometriosis. Fertility and Sterility. 89 (1), 52-59 (2008).
- Italiani, P., Boraschi, D. From monocytes to M1/M2 macrophages: phenotypical vs. functional differentiation. Frontiers in Immunology. 5 (1), 514 (2014).
- Perdiguero, E. G., Geissmann, F. The development and maintenance of resident macrophages. Nature Immunology. 17 (1), 2-8 (2016).
