استجابة القلب لتحفيز β الأدرينالية التي يحددها تحليل حلقة حجم الضغط
Summary
هنا نصف تحليل حلقة ضغط القلب الحجم تحت جرعات متزايدة من الايسوبروترينول غرست عن طريق الوريد لتحديد وظيفة القلب الجوهرية واحتياطيات β الأدرينالية في الفئران. نحن نستخدم نهج تعديل الصدر المفتوح لقياسات حلقة حجم الضغط ، والتي تشمل التهوية مع ضغط نهاية منتهية الصلاحية الإيجابية.
Abstract
تحديد وظيفة القلب هو تحليل نقطة النهاية قوية في النماذج الحيوانية لأمراض القلب والأوعية الدموية من أجل توصيف آثار علاجات محددة على القلب. نظرا لجدوى التلاعب الجيني أصبح الفأر النموذج الحيواني الثدييات الأكثر شيوعا لدراسة وظيفة القلب والبحث عن أهداف علاجية محتملة جديدة. هنا نحن نصف بروتوكول لتحديد وظيفة القلب في الجسم الحي باستخدام قياسات حلقة حجم الضغط والتحليل خلال الظروف القاعدية وتحت التحفيز β الأدرينالية عن طريق التسريب عن طريق الوريد من تركيزات متزايدة من الايسوبروترينول. نحن نقدم بروتوكول المكرر بما في ذلك دعم التهوية مع الأخذ في الاعتبار الضغط الإيجابي نهاية الزفير لتحسين الآثار السلبية خلال قياسات الصدر المفتوح، والتسكين قوية (Buprenorphine) لتجنب الإجهاد عضلة القلب لا يمكن السيطرة عليها التي أثارها الألم أثناء الإجراء. كل ذلك معا وصف مفصل للإجراء والمناقشة حول المزالق المحتملة تمكن عالية موحدة وقابلة للاستنساخ تحليل حلقة حجم الضغط، والحد من استبعاد الحيوانات من الفوج التجريبي عن طريق منع التحيز المنهجي ممكن.
Introduction
أمراض القلب والأوعية الدموية تؤثر عادة على وظيفة القلب. تشير هذه المسألة إلى أهمية تقييم وظيفة القلب المفصلة في الجسم الحي في نماذج الأمراض الحيوانية. ويحيط التجارب على الحيوانات إطار من المبادئ التوجيهية ثلاثة روبية (3Rs) (خفض / صقل / استبدال). في حالة فهم الأمراض المعقدة التي تنطوي على استجابات نظامية (أي أمراض القلب والأوعية الدموية) على المستوى التنموي الحالي ، فإن الخيار الرئيسي هو تحسين الطرق المتاحة. كما سيؤدي التكرير إلى خفض أعداد الحيوانات المطلوبة بسبب التباين الأقل، مما يحسن من قوة التحليل والاستنتاجات. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الجمع بين قياسات انقباض القلب مع النماذج الحيوانية لأمراض القلب بما في ذلك تلك الناجمة عن التحفيز العصبي أو الضغط الزائد مثل النطاقات الأبهرية ، والتي تحاكي على سبيل المثال الكاتيكولامين المتغير / مستويات β الأدرينالية1و2و3و4، توفر طريقة قوية للدراسات ما قبل السريرية. مع الأخذ في الاعتبار أن الطريقة القائمة على القسطرة لا تزال النهج الأكثر استخداما لتقييم متعمق للانقباض القلبي5، استهدفنا تقديم هنا قياسا مكررا لوظيفة القلب في الجسم الحي في الفئران عن طريق قياسات حلقة حجم الضغط (PVL) خلال التحفيز β الأدرينالين استنادا إلى التجربة السابقة بما في ذلك تقييم معلمات محددة لهذا النهج6، 7.
لتحديد نهج المعلمات الدموية القلبية التي تشمل التصوير أو تقنيات القسطرة القائمة متوفرة. ويقترن كلا الخيارين بمزايا وعيوب تحتاج بعناية إلى النظر فيها بالنسبة للمسألة العلمية ذات الصلة. وتشمل أساليب التصوير تخطيط صدى القلب والتصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)؛ وقد استخدمت على حد سواء بنجاح في الفئران. وتشمل القياسات صدى القلب التكاليف الأولية العالية من مسبار عالي السرعة اللازم لارتفاع معدل ضربات القلب للفئران; وهو نهج غير الغازية واضحة نسبيا، ولكنه متغير بين المشغلين الذين من الناحية المثالية ينبغي أن يكون من ذوي الخبرة التعرف وتصور هياكل القلب. وبالإضافة إلى ذلك، لا يمكن إجراء أي قياسات للضغط مباشرة، ويتم الحصول على الحسابات من مزيج من مقادير الحجم وقياسات التدفق. من ناحية أخرى ، لديها ميزة أنه يمكن إجراء العديد من القياسات على نفس وظيفة الحيوان والقلب يمكن رصدها على سبيل المثال أثناء تطور المرض. فيما يتعلق بقياس الحجم ، فإن التصوير بالرنين المغناطيسي هو الإجراء القياسي الذهبي ، ولكن على غرار تخطيط صدى القلب ، لا يمكن قياسات الضغط المباشر ويمكن الحصول على معلمات تعتمد على التحميل المسبق فقط8. وعوامل الحد هي أيضا مدى توافرها، وجهود التحليل وتكاليف التشغيل. هنا الأساليب القائمة على القسطرة لقياس وظيفة القلب هي بديل جيد أن تسمح بالإضافة إلى ذلك للرصد المباشر للضغط داخل القلب وتحديد المعلمات الانقباض مستقل الحمل مثل العمل السكتة الدماغية القابلة للتوظيف التحميل (PRSW)9. ومع ذلك، فإن الأحجام البطينية التي تقاس بقسطرة توصيل الضغط (من خلال تحديد الموصلية) أصغر من تلك الموجودة في التصوير بالرنين المغناطيسي ولكن يتم الحفاظ على اختلافات المجموعة في نفس النطاق10. من أجل تحديد قيم حجم موثوق بها مطلوب المعايرة المقابلة، وهي خطوة حاسمة خلال قياسات PVL. فهو يجمع بين قياسات الجسم الحي السابق لموصلية الدم في cuvettes حجم معايرة (تحويل التوصيل إلى حجم) مع تحليل في الجسم الحي للتوصيل الموازي للميوكارديوم أثناء حقن بولوس من المالحة فرطتونية11،12. أبعد من ذلك ، فإن وضع القسطرة داخل البطين والاتجاه الصحيح للأقطاب الكهربائية على طول المحور الطولي للبطين أمران حاسمان لقدرة الكشف عن المجال الكهربائي المحيط الذي تنتجه. لا يزال مع انخفاض حجم قلب الفأر من الممكن تجنب القطع الأثرية الناتجة عن التغيرات في اتجاه داخل البطين من القسطرة، حتى في البطينينالمتوسعة 5،10،ولكن القطع الأثرية يمكن أن تتطور تحت التحفيز β الأدرينالين6،13. بالإضافة إلى طرق التوصيل ، بدا أن تطوير أسلوب القبول القائم على تجنب خطوات المعايرة ، ولكن هنا يتم المبالغة في تقدير قيم الحجم14و15.
منذ الماوس هو واحد من أهم النماذج قبل السريرية في أبحاث القلب والأوعية الدموية β–احتياطي الأدرينالية من القلب هو من مصلحة مركزية في فسيولوجيا القلب وعلم الأمراض، ونحن نقدم هنا بروتوكول المكرر لتحديد في وظيفة القلب في الجسم الحي في الفئران عن طريق قياسات PVL خلال التحفيز β الأدرينالين.
Protocol
Representative Results
Discussion
هنا، ونحن نقدم بروتوكولا لتحليل وظيفة القلب في الجسم الحي في الفئران تحت التحفيز β الأدرينالين المتزايد. يمكن استخدام الإجراء لمعالجة كل من المعلمات الأساسية لوظيفة القلب واحتياطي الأدرينالين (على سبيل المثال ، inotropy و chronotropy) في الفئران المعدلة وراثيا أو عند التدخلات. الميزة الأبرز لقياس…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
ونحن ممتنون لمانويلا ريتزال، وهانز بيتر غينهايمر، وكريستين ريشتر، وفريق من جامعة هايدلبرغ للحصول على مساعدة تقنية من الخبراء.
وقد دعم هذا العمل المركز الألماني لأبحاث القلب والأوعية الدموية، وBMBF (وزارة التعليم والبحوث الألمانية)، ومؤسسة بادن فورتمبرغ الاتحادية للابتكار الحكومي، ومؤسسة دويتشه فورشونجسجيمينشافت (DFG، مؤسسة الأبحاث الألمانية) مشروع الهوية 239283807 – TRR 152، FOR 2289 ومركز البحوث التعاونية (SFB) 1118.
Materials
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
Referências
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology – stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings – IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
