Cardiale respons op β-adrenerge stimulatie bepaald door druk-volume lusanalyse
Summary
Hier beschrijven we een cardiale druk-volume lusanalyse onder toenemende doses intraveneus geïnfundeerd isoproterenol om de intrinsieke hartfunctie en de β-adrenerge reserve bij muizen te bepalen. We gebruiken een aangepaste open-borstbenadering voor de druk-volume lusmetingen, waarbij we ventilatie met positieve eind-expiratoire druk opnemen.
Abstract
Bepaling van de hartfunctie is een robuuste eindpuntanalyse in diermodellen van hart- en vaatziekten om de effecten van specifieke behandelingen op het hart te karakteriseren. Door de haalbaarheid van genetische manipulaties is de muis het meest voorkomende diermodel voor zoogdieren geworden om de hartfunctie te bestuderen en te zoeken naar nieuwe potentiële therapeutische doelen. Hier beschrijven we een protocol om de hartfunctie in vivo te bepalen met behulp van druk-volume lusmetingen en analyse tijdens basale omstandigheden en onder β-adrenerge stimulatie door intraveneuze infusie van toenemende concentraties isoproterenol. We bieden een verfijnd protocol inclusief beademingsondersteuning, rekening houdend met de positieve eind-expiratoire druk om negatieve effecten tijdens open borstmetingen te verbeteren, en krachtige analgesie (Buprenorfine) om oncontroleerbare myocardiale stress te voorkomen die wordt opgeroepen door pijn tijdens de procedure. Alles bij elkaar maakt de gedetailleerde beschrijving van de procedure en discussie over mogelijke valkuilen een sterk gestandaardiseerde en reproduceerbare druk-volume lusanalyse mogelijk, waardoor de uitsluiting van dieren uit het experimentele cohort wordt verminderd door mogelijke methodologische bias te voorkomen.
Introduction
Hart- en vaatziekten hebben meestal invloed op de hartfunctie. Dit probleem wijst op het belang bij het beoordelen van in vivo gedetailleerde hartfunctie in dierziektemodellen. Dierproeven worden omgeven door een raamwerk van de drie Rs (3V’s) leidende principes (Reduce/Refine/Replace). In het geval van het begrijpen van complexe pathologieën met systemische reacties (d.w.z. hart- en vaatziekten) op het huidige ontwikkelingsniveau, is de belangrijkste optie om de beschikbare methoden te verfijnen. Raffinage zal ook leiden tot een vermindering van de vereiste dieraantallen vanwege minder variabiliteit, wat de kracht van de analyse en conclusies verbetert. Bovendien biedt de combinatie van cardiale contractiliteitsmetingen met diermodellen van hartaandoeningen, waaronder die geïnduceerd door neurohumorale stimulatie of door drukoverbelasting zoals aortabanding, die bijvoorbeeld veranderde catecholamine / β-adrenerge niveaus1,2,3,4nabootst, een krachtige methode voor preklinische studies. Rekening houdend met het feit dat de kathetergebaseerde methode de meest gebruikte benadering blijft voor een diepgaande beoordeling van cardiale contractiliteit5, wilden we hier een verfijnde meting van de in vivo hartfunctie bij muizen presenteren door druk-volume lus (PVL) metingen tijdens β-adrenerge stimulatie op basis van eerdere ervaring, waaronder de evaluatie van specifieke parameters van deze aanpak6, 7.
Voor het bepalen van cardiale hemodynamische parameters zijn benaderingen beschikbaar die beeldvorming of kathetergebaseerde technieken omvatten. Beide opties gaan gepaard met voor- en nadelen die zorgvuldig moeten worden overwogen voor de respectieve wetenschappelijke vraag. Beeldvormingsbenaderingen omvatten echocardiografie en magnetische resonantie beeldvorming (MRI); beide zijn met succes gebruikt bij muizen. Echocardiografische metingen brengen hoge initiële kosten met zich mee van een sonde met hoge snelheid die nodig is voor de hoge hartslag van de muizen; het is een relatief eenvoudige niet-invasieve benadering, maar het is variabel onder operators die idealiter zouden moeten worden ervaren bij het herkennen en visualiseren van cardiale structuren. Bovendien kunnen er geen drukmetingen rechtstreeks worden uitgevoerd en worden berekeningen verkregen uit combinatie van groottegroottes en debietmetingen. Aan de andere kant heeft het als voordeel dat er meerdere metingen kunnen worden uitgevoerd op hetzelfde dier en de hartfunctie kan worden gemonitord, bijvoorbeeld tijdens ziekteprogressie. Met betrekking tot de volumemeting is de MRI de gouden standaardprocedure, maar net als bij echocardiografie zijn er geen directe drukmetingen mogelijk en kunnen alleen preload-afhankelijke parameters worden verkregen8. Beperkende factoren zijn ook de beschikbaarheid, analyse-inspanning en operationele kosten. Hier zijn kathetergebaseerde methoden om de hartfunctie te meten een goed alternatief dat bovendien de directe monitoring van de intracardiale druk en de bepaling van belastingsonafhankelijke contractiliteitsparameters zoals preload recrupuleerbaar beroertewerk (PRSW) mogelijk maakt9. Ventriculaire volumes gemeten door een drukgeleidingskatheter (door geleidbaarheidsbepaling) zijn echter kleiner dan die van de MRI, maar groepsverschillen worden in hetzelfde bereik gehouden10. Om betrouwbare volumewaarden te bepalen is de bijbehorende kalibratie vereist, wat een kritieke stap is tijdens de PVL-metingen. Het combineert ex vivo metingen van bloedgeleiding in volume-gekalibreerde cuvetten (omzetting van geleiding in volume) met de in vivo analyse voor de parallelle geleiding van het myocard tijdens de bolusinjectie van de hypertone zoutoplossing11,12. Daarnaast zijn de positionering van de katheter in de ventrikel en de juiste oriëntatie van de elektroden langs de lengteas van de ventrikel van cruciaal belang voor het detectievermogen van het omringende elektrische veld dat door hen wordt geproduceerd. Nog steeds met de kleinere grootte van het muizenhart is het mogelijk om artefacten te vermijden die worden geproduceerd door veranderingen in de intraventriculaire oriëntatie van de katheter, zelfs in verwijde ventrikels5,10, maar artefacten kunnen evolueren onder β-adrenerge stimulatie6,13. Naast de geleidingsmethoden leek de ontwikkeling van een op toelating gebaseerde methode de kalibratiestappen te vermijden, maar hier worden de volumewaarden nogal overschat14,15.
Aangezien de muis een van de belangrijkste preklinische modellen is in cardiovasculair onderzoek en de β–adrenerge reserve van het hart van centraal belang is in de hartfysiologie en pathologie, presenteren we hier een verfijnd protocol om de in vivo hartfunctie bij muizen te bepalen door PVL-metingen tijdens β-adrenerge stimulatie.
Protocol
Representative Results
Discussion
Hier bieden we een protocol om de in vivo hartfunctie bij muizen te analyseren onder toenemende β-adrenerge stimulatie. De procedure kan worden gebruikt om zowel de uitgangsparameters van de hartfunctie als de adrenerge reserve (bijv. Inotropie en chronotropie) bij genetisch gemodificeerde muizen of bij interventies aan te pakken. Het meest prominente voordeel van druk-volume lus (PVL) metingen in vergelijking met andere middelen om de hartfunctie te bepalen, is de analyse van de intrinsieke, belastingsonafhankelijke ha…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We zijn Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter en het team van de Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) van de Universiteit van Heidelberg dankbaar voor deskundige technische assistentie.
Dit werk werd ondersteund door het DZHK (Duits Centrum voor Cardiovasculair Onderzoek), het BMBF (Duitse Ministerie van Onderwijs en Onderzoek), een Innovatiefonds van de deelstaat Baden-Württemberg en de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Project-ID 239283807 – TRR 152, FOR 2289 en het Collaborative Research Center (SFB) 1118.
Materials
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
Referências
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology – stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings – IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
