Summary

海洋样品中总脂质和脂质类别的测定

Published: December 11, 2021
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Summary

该协议用于测定海水和生物标本中的脂质。滤液中的脂质在固体的情况下用氯仿或氯仿和甲醇的混合物提取。脂类通过棒状薄层色谱法和火焰电离检测来测量,其总和给出了总脂质含量。

Abstract

脂质主要由碳和氢组成,因此比海洋中的其他有机大分子提供更大的比能量。由于富含碳和氢,它们还具有疏水性,可以作为有机污染物的溶剂和吸收载体,因此可以成为海洋生态系统中污染物生物蓄积的驱动因素。它们的疏水性有助于它们从海水或生物标本中分离出来:海洋脂质分析从取样开始,然后在非极性有机溶剂中提取,为它们与水生基质中的其他物质分离提供了一种方便的方法。

如果对海水进行了采样,第一步通常涉及通过过滤分离成操作上定义的”溶解”和”颗粒”派系。收集样品并从样品基质中分离脂质,通常用氯仿表示真正溶解的物质和胶体,用氯仿和甲醇的混合物分离固体和生物样品。这种提取物可能含有来自生物和人为来源的几种类别。此时,可以确定总脂质和脂质类别。总脂质可以通过对通常经过色谱分离的单独确定的脂质类别进行求和来测量。具有火焰电离检测(FID)的薄层色谱(TLC)通常用于海洋样品中脂质的定量分析。TLC-FID提供天气脂质类信息,并通过对类进行求和,提供总脂质测量值。

当与单个组分(例如脂肪酸和/或甾醇)从脂质提取物中释放出来后测量时,脂质类别信息特别有用。脂质结构和功能的广泛多样性意味着它们被广泛用于生态和生物地球化学研究,以评估生态系统健康和人为影响的程度。它们已被用于测量对海洋动物具有膳食价值的物质(例如,水产饲料和/或猎物),并作为水质的指标(例如,碳氢化合物)。

Introduction

这里描述的方法涉及在操作上被定义为海洋脂质的物质。该定义基于它们在非极性有机溶剂中对液液萃取的适应性,并且为它们与水生基质中的其他物质分离提供了一种方便的方法。它们的疏水性有助于它们与海水或生物标本的分离,以及它们的富集,以及盐和蛋白质的去除。

几十年来,海洋生物中脂质含量及其组成的测量在食物网生态学、水产养殖营养和食品科学中引起了极大的兴趣。脂质是生物体中的通用成分,作为细胞膜中的基本分子,作为生物可利用能量的主要来源,提供隔热和浮力,并作为信号分子。尽管其他领域的脂质测定程序已经得到了很好的描述,但它们在海洋样品中的使用通常需要进行修改以适应现场条件以及样品类型1

对于海水样品,第一步通常需要通过过滤(协议步骤1)分离成操作上定义的”溶解”和”颗粒”馏分。颗粒分数是过滤器保留的内容,孔的大小对于定义截止值2很重要。通常,当我们对颗粒物进行取样时,我们希望将脂质浓度与总质量浓度相关联,在这种情况下,必须为此目的采取单独的较小样品(例如,10 mL)(协议步骤1,注意)。为了获得准确的质量测定,重要的是在过滤结束时添加甲酸铵(35 g / L)。

根据样品类型,较大样品的海水滤液应达到250 mL至1 L之间,并在分离漏斗中进行液-液萃取(实验步骤2)。脂质的疏水性质意味着它们可以通过在非极性溶剂(如氯仿)中提取与其他化合物分离。创建了一个双层系统,其中脂质分配到有机层中,而水溶性组分则保留在水层中。

在过滤器上提取颗粒样品,或生物标本用改性Folch等人提取3,也涉及氯仿(实验方案步骤3)。再次,产生有机/水系统,其中脂质分配到有机相中,而水溶性分子保留在水相中,蛋白质沉淀。事实上,对于固体,大多数实验室使用涉及氯仿和甲醇的Folch等人提取3 程序的某些变体。对于过滤器,第一步是在2 mL氯仿和1 mL甲醇中均质化。

在提取过程中,应注意通过将样品和溶剂保存在冰上以减少酯键水解或碳 – 碳双键氧化来保护脂质免受化学或酶促修饰。组织和细胞脂质受到天然抗氧化剂和区隔化的良好保护4;然而,在样品均质化之后,细胞内容物被组合在一起,使脂质更倾向于化学或酶促地改变。一些脂质,如大多数甾醇,是非常稳定的,而另一些,如那些含有多不饱和脂肪酸的脂质,更容易受到化学氧化的影响。其他的,例如具有共轭双键的甾醇,容易被光5催化氧化。提取后,脂质更容易受到化学氧化的影响,样品应储存在惰性气体(如氮气)下。温和的氮气流也可用于浓缩提取物。

浓缩后,脂质通常会被大量量化,因为它们是海洋生态系统的重要组成部分,提供高浓度的能量,是碳水化合物和蛋白质的kJ / g的两倍多。它们接下来总是被量化为单个组分:脂质的全面分析通常涉及根据其化学性质分离成更简单的类别。因此,完整的分析涉及测量总脂质,脂质类别和单个化合物。

总脂质可以通过取单独测量的脂质类别的总和来确定,这些脂质类别由色谱法6分离。海洋脂质提取物可能含有十几种来自生物和人为来源的类别。脂质结构的多样性意味着可以通过确定结构的各个分组来获得很多信息。脂质类别单独或在某些组中已被用于表示某些类型生物体的存在,以及它们的生理状态和活性2。它们还被用作有机材料来源的指标,包括溶解的有机物(DOM)以及疏水污染物。

三酰基甘油,磷脂和甾醇是更重要的生物脂质类别。前两个是生物化学相关的,因为它们具有甘油主链,其中两个或三个脂肪酸被酯化(图1)。三酰基甘油与蜡酯一起是非常重要的储存物质,而其他含脂肪酸的脂质类如二酰基甘油、游离脂肪酸和单酰基甘油通常是次要成分。游离脂肪酸以较低的浓度存在于生物体中,因为不饱和脂肪酸可能是有毒的7。甾醇(游离和酯化形式)和脂肪醇也包括在极性较小的脂质中,而糖脂和磷脂是极性脂质。极性脂质具有亲水基团,其允许形成在细胞膜中发现的脂质双层。游离甾醇也是膜结构组分,当与三酰基甘油成比例服用时,它们提供了已广泛使用的条件或营养指数(TAG:ST)8。当与磷脂(ST:PL)成比例时,它们可用于指示植物对盐的敏感性:较高的值可保持结构完整性并降低膜渗透性9。在温度适应10期间,已经在双壳类组织中研究了该比率(PL:ST)的逆比。

海洋脂质类别可以通过硅胶包覆棒上的薄层色谱(TLC)分离(协议步骤4),然后在自动FID扫描仪中通过火焰电离检测(FID)进行检测和定量。TLC/ FID已成为海洋样品的常规用途,因为它可以快速提供来自小样品的天气脂质类数据,并通过取所有类别的总和来计算总脂质的值。TLC/FID 已经过质量保证 (QA) 评估,并被发现符合一致的外部校准、低空白和精确重复分析所需的标准11。变异系数(CV)或相对标准偏差约为10%,FID扫描仪总脂质数据通常约为通过重量法和其他方法获得的90%2。重力测量给出的总脂质可能更高,因为FID扫描仪仅测量非挥发性化合物,并且由于在重量测量中可能包含非脂质材料。

脂质类别分析提供的信息在与作为个体或甾醇或两者组合的脂肪酸测定相结合时特别有用。进行这些分析的第一步涉及释放脂质提取物中的所有组分脂肪酸和甾醇(实验方案步骤5)。脂质结构和功能的广泛多样性意味着它们在评估生态系统健康状况以及它们受到人为和陆地投入影响的程度的生态和生物地球化学研究中得到了广泛的应用。它们已被用于测量对海洋动物具有膳食价值的物质的生物合成以及指示水样的质量。测量沉积物岩心样品中的脂质有助于显示沉积物对陆海边缘附近人类土地利用变化的敏感性。

传统上,鉴定和定量单个脂质化合物的主要工具是FID的气相色谱(GC)。然而,在分析之前,这些化合物通过衍生化使这些化合物更具挥发性。脂肪酸在酸性催化剂(H2SO4)存在下从酰基脂质类中释放出来(图1)。在有机化学中,酰基(R-C = O)通常来自羧酸(R-COOH)。然后将它们重新酯化为脂肪酸甲酯(FAME),从而在GC柱上提供更好的分离(实验方案步骤5)。

Protocol

注意:要清洁玻璃器皿,仪器和过滤器以进行脂质分析,请用甲醇洗涤3次,然后用氯仿洗涤3次,或将其加热至450°C至少8小时。 1. 海水溶解和颗粒脂质的过滤程序 注意:感兴趣的特定部分由过滤程序在操作上定义。在这种情况下,孔径为1.2μm。 在没有过滤器的情况下设置过滤歧管,并用过滤的海水冲洗设置。 使用干净的镊子…

Representative Results

作为增长最快的食品生产部门,水产养殖在技术创新和适应方面不断发展,以满足不断变化的需求。其中之一是减少对野生来源鱼粉和鱼油的依赖,这些鱼粉和鱼油为许多水产养殖物种提供饲料成分。陆生植物油正在被研究作为水产饲料中鱼油的可持续和经济替代品,肝脏是分析的目标组织,因为它是脂质代谢的主要部位12。 图2 显示了从我们的九组份标?…

Discussion

TLC-FID系统从小样品中提供天气脂质类信息的速度使TLC-FID成为在进行更多涉及的分析程序之前筛选海洋样品的可行工具。在气相色谱法的情况下,这种分析通常需要从脂质提取物中释放组分化合物并衍生化以增加挥发性。TLC-FID与GC-FID相结合已被发现是海鲜和其他食品提取物的强大组合14。为了成功进行海洋脂质分析,至关重要的是要保护样品免受降解和污染,并且将样品涂在杆?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项研究由加拿大自然科学与工程研究委员会(NSERC)资助,编号为C.C. Parrish 105379。纪念大学的核心研究设备和仪器培训(CREAIT)网络帮助资助了该出版物。

Materials

15 ml vials VWR 66009-560
1-hexadecanol Sigma 258741-1G
1-Monopalmitoyl-rac-glycerol Sigma M1640-1g
2 ml vials VWR 46610-722
25 mm glass fibre filters Fisher 09 874 32A
2ml pipet bulbs VWR 82024-554
47 mm glass fibre filters Fisher 09 874 32
5 3/4" pipets Fisher 1367820A
9" pipets Fisher 1367820C
Acetone VWR CAAX0116-1
Agilent GC-FID 6890 Agilent
Calcium Chloride ANHS 500gm VWR CACX0160-1
Caps for 2 ml vials VWR 46610-712
chloroform VWR CACX1054-1
Cholesteryl palmitate Sigma C6072-1G
Chromarod S5 Shell USA 3252
Dichloromethane VWR CADX0831-1
DL-a-phosphatidylcholine, dipalmotoyl Sigma P5911-1g
Ethyl Ether, ACS grade anhydr 4L VWR CAEX0190-4
Glyceryl tripalmitate Sigma T5888-100MG
Hamilton Syringe 702SNR 25µl Sigma 58381
Helium Air Liquide A0492781
Hexane VWR CAHX0296-1
Hydrogen regulator VWR 55850-484
Iatroscan MK6 Shell USA
Kimwipes Fisher 066662
Medical Air Air Liquide A0464563
Medium nitrile gloves Fisher 191301597C
Nitrile gloves L VWR CA82013-782
Nitrogen Air Liquide A0464775
Nitrogen Regulator VWR 55850-474
Nonadecane Sigma 74158-1G
Palmitic acid Sigma P0500-10G
Repeating dispenser Sigma 20943
Sodium Bicarbonate 1kg VWR CA97062-460
Sodium Sulfate Anhy ACS 500gr VWR CA71008-804
Sulfuric acid VWR CASX1244-5
Teflon tape Fisher 14610120
tissue master 125 115V w/7mm homogenator OMNI International TM125-115
TLC development tank Shell USA 3201
UHP hydrogen Air Liquide A0492788
VWR solvent repippetter VWR 82017-766
VWR timer Flashing LED 2 channel VWR 89140-196
Zebron ZB-Wax GC column Phenomenex 7HM-G013-11

Referências

  1. Couturier, L. I. E., et al. State of art and best practices for fatty acid analysis in aquatic sciences. ICES Journal of Marine Science. , (2020).
  2. Parrish, C. C. Lipids in Marine Ecosystems. ISRN Oceanography. , 604045 (2013).
  3. Folch, J., Lees, M., Stanley, G. H. S. A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues. Journal of Biological Chemistry. 226, 497-509 (1957).
  4. Vaz, F. M., Pras-Raves, M., Bootsma, A. H., van Kampen, A. H. C. Principles and practice of lipidomics. Journal of Inherited Metabolic Disease. , (2014).
  5. Wolf, C., Quinn, P. J. Lipidomics: practical aspects and applications. Progress in Lipid Research. 47, 15-36 (2008).
  6. Parrish, C. C., Arts, M. T., ainman, B. C. Determination of total lipid, lipid classes, and fatty acids in aquatic samples. Lipids in Freshwater Ecosystems. , 4-20 (1999).
  7. Jüttner, F. Liberation of 5,8,11,14,17-eicosapentaenoic acid and other polyunsaturated fatty acids from lipids as a grazer defense reaction in epilithic diatom biofilms. Journal of Phycology. 37, 744-755 (2001).
  8. Carreón-Palau, L., Parrish, C. C., Pérez-España, H., Aguiñiga-Garcia, S. Elemental ratios and lipid classes in a coral reef food web under river influence. Progress in Oceanography. 164, 1-11 (2018).
  9. Maciel, E., et al. Bioprospecting of marine macrophytes using MS-based lipidomics as a new approach. Marine Drugs. 14, 49 (2016).
  10. Pernet, F., Tremblay, R., Comeau, L., Guderley, H. Temperature adaptation in two bivalve species from different thermal habitats: energetics and remodelling of membrane lipids. Journal of Experimental Biology. 210, 2999-3014 (2007).
  11. Bergen, B. J., Quinn, J. G., Parrish, C. C. Quality-assurance study of marine lipid-class determination using Chromarod/Iatroscan thin-layer chromatography-flame ionization detector. Environmental Toxicology and Chemistry. 19, 2189-2197 (2000).
  12. Foroutani, B. M., Parrish, C. C., Wells, J., Taylor, R. G., Rise, M. L. Minimizing marine ingredients in diets of farmed Atlantic salmon (Salmo salar): effects on liver and head kidney lipid class, fatty acid and elemental composition. Fish Physiology & Biochemistry. 46, 2331-2353 (2020).
  13. Parrish, C. C., Deibel, D., Thompson, R. J. Effect of sinking spring phytoplankton blooms on lipid content and composition in suprabenthic and benthic invertebrates in a cold ocean coastal environment. Marine Ecology Progress Series. 391, 33-51 (2009).
  14. Sinanoglou, V. J., et al. On the combined application of Iatroscan TLC-FID and GC-FID to identify total, neutral, and polar lipids and their fatty acids extracted from foods. ISRN Chromatography. , 59024 (2013).
  15. Peters-Didier, J., Sewell, M. A. Maternal investment and nutrient utilization during early larval development of the sea cucumber Australostichopus mollis. Marine Biology. 164, 178 (2017).
  16. Triesch, N., et al. Concerted measurements of lipids in seawater and on submicron aerosol particles at the Cape Verde Islands: biogenic sources, selective transfer and high enrichments. Atmospheric Chemistry and Physics. 21, 4267-4283 (2021).
  17. Parrish, C. C., Bodennec, G., Gentien, P. Determination of glycoglycerolipids by Chromarod thin-layer chromatography with Iatroscan flame ionization detection. Journal of Chromatography A. 741, 91-97 (1996).
  18. Mejri, S., et al. Bonefish (Albula vulpes) oocyte lipid class and fatty acid composition related to their development. Environmental Biology of Fishes. 102, 221-232 (2019).
  19. Sewell, M. A. Utilization of lipids during early development of the sea urchin Evechinus chloroticus. Marine Ecology Progress Series. 304, 133-142 (2005).
  20. Parrish, C. C., Bodennec, G., Gentien, P. Separation of polyunsaturated and saturated lipids from marine phytoplankton on silica gel coated Chromarods. Journal of Chromatography A. 607, 97-104 (1992).
  21. Stevens, C. J., Deibel, D., Parrish, C. C. Incorporation of bacterial fatty acids and changes in a wax ester-based omnivory index during a long-term incubation experiment with Calanus glacialis Jaschnov. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 303, 135-156 (2004).
  22. Goutx, M., et al. Short term summer to autumn variability of dissolved lipid classes in the Ligurian Sea (NW Mediterranean). Biogeosciences. 6, 1229-1246 (2009).
  23. Conlan, J. A., Rocker, M. M., Francis, D. S. A. comparison of two common sample preparation techniques for lipid and fatty acid analysis in three different coral morphotypes reveals quantitative and qualitative differences. PeerJ. 5, 3645 (2017).
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Citar este artigo
Parrish, C. C., Wells, J. S. Determination of Total Lipid and Lipid Classes in Marine Samples. J. Vis. Exp. (178), e62315, doi:10.3791/62315 (2021).

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