JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Pesquisa do Câncer

التصوير الديناميكي للخلايا التائية لمستقبلات المستضدات الكيميرية مع [18F] التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني رباعي فلوروبورات / التصوير المقطعي المحوسب

Published: February 17, 2022
doi:
10.3791/62334
, , , , , , , , , ,
1T Cell Engineering,Mayo Clinic, 2Division of Hematology,Mayo Clinic, 3Department of Radiology,Mayo Clinic, 4Regenerative Sciences PhD,Mayo Clinic, 5Department of Molecular Medicine,Mayo Clinic, 6Department of Immunology,Mayo Clinic

Summary

يصف هذا البروتوكول منهجية تتبع الخلايا التائية غير الغازية المهندسة وراثيا للتعبير عن مستقبلات المستضدات الخيمرية في الجسم الحي باستخدام منصة متاحة سريريا.

Abstract

أظهرت الخلايا التائية المهندسة وراثيا للتعبير عن مستقبلات المستضدات الخيمرية (CAR) نتائج غير مسبوقة في التجارب السريرية المحورية للمرضى الذين يعانون من أورام الخلايا البائية الخبيثة أو الورم النقوي المتعدد (MM). ومع ذلك ، فإن العديد من العقبات تحد من فعالية وتحظر الاستخدام الواسع النطاق لعلاجات الخلايا التائية CAR بسبب سوء الاتجار والتسلل إلى مواقع الأورام وكذلك عدم الثبات في الجسم الحي. وعلاوة على ذلك، فإن السمية التي تهدد الحياة، مثل متلازمة إطلاق السيتوكين أو السمية العصبية، هي الشواغل الرئيسية. يتيح التصوير الفعال والحساس وتتبع الخلايا التائية CAR تقييم الاتجار بالخلايا التائية وتوسيعها وتوصيف الجسم الحي ويسمح بتطوير استراتيجيات للتغلب على القيود الحالية للعلاج بالخلايا التائية CAR. تصف هذه الورقة منهجية دمج سيمبورتر يوديد الصوديوم (NIS) في الخلايا التائية CAR والتصوير بالخلايا التائية CAR باستخدام التصوير المقطعي بالإصدار [18F] رباعي فلوروبورات البوزيترون ([18F]TFB-PET) في النماذج قبل السريرية. يمكن تطبيق الطرق الموضحة في هذا البروتوكول على تركيبات CAR الأخرى والجينات المستهدفة بالإضافة إلى تلك المستخدمة في هذه الدراسة.

Introduction

العلاج بالخلايا بمستقبلات المستضدات الكيميرية T (CAR T) هو نهج سريع الظهور ويحتمل أن يكون علاجيا في الأورام الخبيثة الدموية1،2،3،4،5،6. تم الإبلاغ عن نتائج سريرية غير عادية بعد العلاج بالخلايا التائية CAR T (CART19) الموجه بواسطة CD19 أو مستضد نضج الخلايا البائية (BCMA) 2. أدى ذلك إلى موافقة إدارة الغذاء والدواء الأمريكية (FDA) على خلايا CART19 لسرطان الغدد الليمفاوية العدواني للخلايا البائية (axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4 ، tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 ، و lisocabtagene maraleucel)7 ، وسرطان الدم الليمفاوي الحاد (Tisa-Cel) 5,8 ، وسرطان الغدد الليمفاوية لخلايا الوشاح (brexucabtagene autoleuce)9 ، وسرطان الغدد الليمفاوية الجريبي (Axi-Cel)10 . في الآونة الأخيرة ، وافقت إدارة الأغذية والعقاقير على العلاج بالخلايا التائية CAR الموجهة من BCMA في المرضى الذين يعانون من الورم النقوي المتعدد (MM) (idecabtagene vicleucel)11. علاوة على ذلك ، فإن العلاج بالخلايا التائية CAR لسرطان الدم اللمفاوي المزمن (CLL) في مرحلة متأخرة من التطور السريري ومن المتوقع أن يحصل على موافقة إدارة الأغذية والعقاقير في غضون السنوات الثلاث المقبلة1.

على الرغم من النتائج غير المسبوقة للعلاج بالخلايا التائية CAR ، فإن استخدامه على نطاق واسع محدود بنسبة 1) عدم كفاية توسع الخلايا التائية CAR في الجسم الحي أو سوء الاتجار إلى مواقع الورم ، مما يؤدي إلى انخفاض معدلات الاستجابة الدائمة12،13 و 2) تطور الأحداث الضائرة التي تهدد الحياة ، بما في ذلك متلازمة إطلاق السيتوكين (CRS)14،15 . السمات المميزة ل CRS لا تشمل فقط تنشيط المناعة مما يؤدي إلى مستويات مرتفعة من السيتوكينات الالتهابية / chemokines ولكن أيضا انتشار الخلايا التائية الضخمة بعد ضخ الخلايا التائية CAR 15,16. وبالتالي ، فإن تطوير استراتيجية معتمدة من الدرجة السريرية لتصوير الخلايا التائية CAR في الجسم الحي سيسمح ل 1) تتبع الخلايا التائية CAR في الوقت الفعلي في الجسم الحي بمراقبة الاتجار بها إلى مواقع الأورام والكشف عن الآليات المحتملة للمقاومة ، و 2) مراقبة توسع الخلايا التائية CAR وربما التنبؤ بسميتها مثل تطور CRS.

السمات السريرية ل CRS الخفيفة هي ارتفاع درجة الحرارة والتعب والصداع والطفح الجلدي والإسهال وألم المفاصل والألم العضلي والشعور بالضيق. في CRS الأكثر شدة ، قد يصاب المرضى بعدم انتظام دقات القلب / انخفاض ضغط الدم ، وتسرب الشعيرات الدموية ، وضعف القلب ، والفشل الكلوي / الكبدي ، والتخثر المنتشر داخل الأوعية الدموية 17،18. بشكل عام ، ثبت أن درجة ارتفاع السيتوكينات ، بما في ذلك الإنترفيرون غاما ، وعامل تحفيز مستعمرة الخلايا المحببة والبلاعم ، والإنترلوكين (IL)-10 ، و IL-6 ، ترتبط بشدة الأعراض السريرية17،19. ومع ذلك ، فإن التطبيق المكثف لمراقبة السيتوكين في المصل “في الوقت الفعلي” للتنبؤ ب CRS أمر صعب بسبب التكلفة العالية والتوافر المحدود. لاستغلال الخصائص المفيدة للعلاج بالخلايا التائية CAR ، يمكن استخدام التصوير غير الغازي للخلايا التائية بالتبني للتنبؤ بالفعالية والسمية والانتكاس بعد ضخ الخلايا التائية CAR.

طور العديد من الباحثين استراتيجيات لاستخدام التصوير القائم على النويدات المشعة مع التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET) أو التصوير المقطعي المحوسب بانبعاثات فوتون واحد (SPECT) ، والذي يوفر دقة عالية وحساسية عالية20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 ل في الجسم الحي تصور ورصد الاتجار بالخلايا التائية CAR. ومن بين استراتيجيات التصوير القائمة على النويدات المشعة، تم تطوير سيمبورتر يوديد الصوديوم (NIS) كطريقة حساسة لتصوير الخلايا والفيروسات باستخدام التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني 31,32. يعد تصوير الخلايا التائية NIS+CAR باستخدام [18F]TFB-PET تقنية حساسة وفعالة ومريحة لتقييم وتشخيص توسع الخلايا التائية CAR والاتجار بها وسميتها30. يصف هذا البروتوكول 1) تطوير الخلايا التائية NIS + CAR من خلال النقل المزدوج بفعالية عالية و 2) منهجية لتصوير الخلايا التائية NIS + CAR مع [18F] TFB-PET يتم استخدام الخلايا التائية BCMA-CAR ل MM كنموذج إثبات للمفهوم لوصف NIS كمراسل لتصوير الخلايا التائية CAR. ومع ذلك ، يمكن تطبيق هذه المنهجيات على أي علاج آخر بالخلايا التائية CAR.

Protocol

يتبع البروتوكول إرشادات مجلس المراجعة المؤسسية في Mayo Clinic (مايو كلينك)، ولجنة السلامة البيولوجية المؤسسية، واللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها في Mayo Clinic. 1. NIS+ BCMA-CAR إنتاج الخلايا التائية ملاحظة: يتبع هذا البروتوكول المبادئ التوجيهية لمجلس المر?…

Representative Results

يمثل الشكل 1 خطوات توليد الخلايا التائية NIS+BCMA-CAR. في اليوم 0 ، اعزل PBMCs ثم اعزل الخلايا التائية عن طريق الاختيار السلبي. ثم ، قم بتحفيز الخلايا التائية باستخدام حبات مضادة ل CD3 / CD28. في اليوم 1 ، قم بتحويل الخلايا التائية مع كل من NIS و BCMA-CAR lentiviruses. في الأيام 3 و 4 و 5 ، عد الخلاي…

Discussion

تصف هذه الورقة منهجية لدمج NIS في الخلايا التائية CAR وتصوير الخلايا التائية CAR المشبعة في الجسم الحي من خلال [18F]TFB-PET. كدليل على المفهوم ، تم إنشاء الخلايا التائية NIS + BCMA-CAR عبر النقل المزدوج. لقد أبلغنا مؤخرا أن دمج NIS في الخلايا التائية CAR لا يضعف وظائف الخلايا التائية CAR وفعالي…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل جزئيا من خلال خط أنابيب Mayo Clinic K2R (SSK) ومركز Mayo Clinic للطب الفردي (SSK) ومؤسسة بريدولين (RS). تم إنشاء الأشكال 1 و 2 و 4 باستخدام BioRender.com.

Materials

22 Gauge needle Covidien 8881250206
28 gauge insulin syringe BD 329461
96 well plate Corning 3595
Anti-human (ETNL) NIS Imanis REA009 ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS
Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7 BioLegend 357507 Flow antibody
Anti-human CD45, clone HI30, BV421 BioLegend 304032 Flow antibody
Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7 BioLegend 103116 Flow antibody
Anti-rabbit IgG R&D F0110 Secondary antibody for NIS staining
BCMA-CAR construct, second generation IDT, Coralville, IA
BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit BD 554714
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience Invitrogen 12-0037-42
CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28 Gibco 40203D
CytoFLEX System  B5-R3-V5 Beckman Coulter C04652 flow cytometer
Dimethyl sulfoxide Millipore Sigma D2650-100ML
Disposable Syringes with Luer-Lok Tips BD 309646
D-Luciferin, Potassium Salt Gold Biotechnology LUCK-1G
D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline) Gibco 14190-144
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144
Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator) Applied Biosystems A13346
Easy 50 EasySep Magnet STEMCELL Technologies 18002
EasySep Human T Cell Isolation Kit STEMCELL Technologies 17951 negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 Invitrogen A-21235
Inveon Multiple Modality PET/CT scanner Siemens Medical Solutions USA, Inc. 10506989 VFT 000 03
Isoflurane liquid Piramal Critical Care 66794-017-10
IVIS Lumina S5 Imaging System PerkinElmer CLS148588
IVIS® Spectrum In Vivo Imaging System PerkinElmer  124262
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent Invitrogen L3000075
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Lymphoprep STEMCELL Technologies 07851
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile Thermo Scientific 450-0020
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile Thermo Scientific 450-0045
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Jackson laboratory 05557
OPM-2 DSMZ CRL-3273 multiple myeloma cell line
pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro) Addgene 80389 lentiviral vector encoding luciferase-GFP
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
PMOD software PMOD PBAS and P3D
Pooled Human AB Serum Plasma Derived Innovative Research IPLA-SERAB-H-100ML
Puromycin Dihydrochloride MP Biomedicals, Inc. 0210055210
RoboSep-S STEMCELL Technologies 21000 Fully Automated Cell Separator
RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium) Gibco 21870-076
SepMate-50 (IVD) STEMCELL Technologies 85450 density gradient separation tubes
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
T175 flask Corning 353112
Terrell (isoflurane, USP) Piramal Critical Care Inc 66794-019-10
Webcol Alcohol Prep Covidien 6818
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
  2. Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
  3. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  4. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  5. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  6. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  7. Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
  8. Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
  9. Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
  10. Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
  11. Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
  12. Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
  13. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  14. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  15. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973 (2020).
  16. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  17. Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
  18. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  19. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  20. Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
  21. Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
  22. Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
  23. Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
  25. Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
  26. Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
  27. Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
  28. Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064 (2016).
  29. Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  31. Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
  32. Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
  33. Kalled, S. L., Hsu, Y. -. M. . Anti-BCMA antibodies. , (2010).
  34. Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
  35. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  36. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  37. Absher, M., Kruse, P. F., Patterson, M. K. . Tissue Culture: Methods and Applications. , 395-397 (1973).
  38. Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
  39. Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  40. Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
  41. Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
  42. Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
  43. Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
  44. Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
  45. Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
  46. Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209 (2018).
  47. Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
  48. Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
  49. Ahn, B. -. C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
  50. Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  51. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  52. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  53. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  54. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).

Tags

Keywords: CAR T-cellsPET ImagingNIS ReporterT-cell TraffickingT-cell ExpansionPBMC IsolationT-cell IsolationCell Culture[18F]tetrafluoroborate
check_url/pt/62334?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Sakemura, R., Cox, M. J., Bansal, A., Roman, C. M., Hefazi, M., Vernon, C. J., Glynn, D. L., Pandey, M. K., DeGrado, T. R., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography. J. Vis. Exp. (180), e62334, doi:10.3791/62334 (2022).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image