Système d’induction organoïde rétinienne pour la dérivation de tissus rétiniens 3D à partir de cellules souches pluripotentes humaines
Summary
Nous décrivons ici un système d’induction organoïde rétinienne optimisé, qui convient à diverses lignées de cellules souches pluripotentes humaines pour générer des tissus rétiniens avec une reproductibilité et une efficacité élevées.
Abstract
Les maladies dégénératives de la rétine sont les principales causes de cécité irréversible sans traitement efficace. Les cellules souches pluripotentes qui ont le potentiel de se différencier en tous types de cellules rétiniennes, même les mini-tissus rétiniens, sont très prometteuses pour les patients atteints de ces maladies et offrent de nombreuses possibilités dans la modélisation des maladies et le dépistage des médicaments. Cependant, le processus d’induction des CSEh aux cellules rétiniennes est compliqué et prend beaucoup de temps. Nous décrivons ici un protocole d’induction rétinienne optimisé pour générer des tissus rétiniens avec une reproductibilité et une efficacité élevées, adaptés à diverses cellules souches pluripotentes humaines. Ce protocole est réalisé sans ajout d’acide rétinoïque, ce qui profite à l’enrichissement des photorécepteurs coniques. L’avantage de ce protocole est la quantification de la taille EB et de la densité de placage pour améliorer considérablement l’efficacité et la répétabilité de l’induction rétinienne. Avec cette méthode, toutes les principales cellules rétiniennes apparaissent séquentiellement et récapitulent les principales étapes du développement rétinien. Il facilitera les applications en aval, telles que la modélisation des maladies et la thérapie cellulaire.
Introduction
Les maladies dégénératives de la rétine (MR), telles que la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) et la rétinite pigmentaire (RP), sont caractérisées par le dysfonctionnement et la mort des cellules photoréceptrices et entraînent généralement une perte de vision irréversible sans moyens efficaces de guérir1. Le mécanisme sous-jacent à ces maladies est largement inconnu en partie en raison de l’absence de modèles de maladies humaines2. Au cours des dernières décennies, des progrès importants ont été réalisés en médecine régénérative grâce à la technologie des cellules souches. De nombreux chercheurs, y compris nous-mêmes, ont montré que les cellules souches pluripotentes humaines (CSEh), y compris les cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) et les cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSH), peuvent se différencier en tous types de cellules rétiniennes, même les mini-tissus rétiniens par diverses approches de différenciation3,4,5,6,7,8,9,10, 11, offrant un énorme potentiel dans la modélisation des maladies et la thérapie cellulaire12,13,14.
Cependant, le processus d’induction des CSEh aux cellules rétiniennes est très compliqué et prend beaucoup de temps avec une faible répétabilité, ce qui nécessite des chercheurs ayant une riche expérience et des compétences élevées. Au cours du processus d’induction complexe et dynamique, un certain nombre de facteurs auront un impact sur le rendement des tissus rétiniens15,16,17. En outre, les différentes méthodes d’induction varient souvent considérablement dans le temps et l’expression robuste des marqueurs rétiniens, ce qui pourrait confondre la collecte d’échantillons et l’interprétation des données3. Par conséquent, un protocole simple de différenciation rétinienne des CSEh avec un guidage étape par étape serait en demande.
Ici, sur la base de nos études publiées18,19,20,21, un protocole d’induction rétinienne optimisé pour générer des organoïdes rétiniens (RO) avec des photorécepteurs coniques riches à partir de CSEh est décrit, ce qui ne nécessite pas le supplément d’acide rétinoïque (RA). Ce protocole se concentre sur la description de la méthode en plusieurs étapes pour générer la rétine neurale et l’EPR. La formation d’EB est la partie essentielle du stade précoce de l’induction. La taille et la densité de placage des CE sont quantitativement optimisées, ce qui améliore scientifiquement le rendement des tissus rétiniens et favorise la répétabilité. Dans la deuxième partie de l’induction, les vésicules optiques (VE) s’auto-organisent dans la culture d’adhérence et les RO se forment dans la culture de suspension; les parcours temporels et les gains d’efficacité de cette partie varient considérablement selon les lignes hPSC. La maturation et la spécification des cellules rétiniennes dans les OR se produisent principalement au stade moyen et tardif de l’induction. Sans l’ajout de PR, des photorécepteurs matures avec des cônes et des bâtonnets riches peuvent être produits.
Le but de ce protocole est de décrire quantitativement et de détailler chaque étape pour les chercheurs inexpérimentés à répéter. Diverses lignées de hPSC ont été induites avec succès dans les RO par ce protocole avec un rendement robuste de tissus rétiniens riches en cônes et une répétabilité élevée. Les RO dérivés des HPSC avec ce protocole peuvent récapituler les principales étapes du développement rétinien in vivoet survivre à long terme, ce qui facilite les applications en aval, telles que la modélisation des maladies, le dépistage des médicaments et la thérapie cellulaire.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dans ce protocole d’induction rétinienne en plusieurs étapes, les CSEh ont été guidés étape par étape pour gagner le destin rétinien et auto-organisés en organoïdes rétiniens contenant des NR et des EPR stratifiés. Au cours de la différenciation, les CSEh ont récapitulé toutes les principales étapes du développement rétinien humain in vivo,de l’EF, de l’OV et de l’EPR à la stratification rétinienne, générant tous les sous-types de cellules rétiniennes, y compris les cellules gangli…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette étude a été soutenue par le National Key R&D Program of China (2016YFC1101103, 2017YFA0104101), le Guangzhou Science and Technology Project Fund (201803010078), le Science & Technology Project of Guangdong Province (2017B020230003), la Natural Science Foundation (NSF) de Chine (81570874, 81970842), le programme Cent talents de l’Université Sun Yat-sen (PT1001010) et les Fonds de recherche fondamentale du State Key Laboratory of Ophthalmology.
Materials
| (−)-Blebbistatin | Sigma | B0560-5mg | ROCK-inhibitor |
| 1 ml tips | Kirgen | KG1313 | 1 ml |
| 10 ml pipette | Sorfa | 3141001 | Pipette |
| 100 mm Tissue culture | BIOFIL | TCD000100 | 100 mm Petri dish |
| 100 mm Tissue culture | Falcon | 353003 | 100 mm Petri dish |
| 15 ml Centrifuge tubes | BIOFIL | CFT011150 | Centrifuge tubes |
| 35 mm Tissue culture dishes | Falcon | 353001 | 35 mm Petri dish |
| 5 ml pipette | Sorfa | 313000 | Pipette |
| 50 ml Centrifuge tubes | BIOFIL | CFT011500 | Centrifuge tubes |
| 6 wells tissue culture plates | Costar | 3516 | Culture plates |
| Anti-AP2α Antibody | DSHB | 3b5 | Primary antibody |
| ANTIBIOTIC ANTIMYCOTIC 100X | Gibco | 15240062 | Antibiotic-Antimycotic |
| Anti-ISL1 Antibody | Boster | BM4446 | Primary antibody |
| Anti-Ki67 Antibody | Abcam | ab15580 | Primary antibody |
| Anti-L/M opsin Antibody | gift from Dr. jeremy | / | Primary antibody |
| Anti-PAX6 Antibody | DSHB | pax6 | Primary antibody |
| Anti-rabbit 555 | Invitrogen | A31572 | Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 |
| Anti-Recoverin Antibody | Millipore | ab5585 | Primary antibody |
| Anti-Rhodopsin Antibody | Abcam | ab5417 | Primary antibody |
| Anti-sheep 555 | Invitrogen | A21436 | Donkey anti-Sheep IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 |
| Anti-SOX9 Antibody | Abclonal | A19710 | Primary antibody |
| Anti-VSX2 Antibody | Millipore | ab9016 | Primary antibody |
| B-27 supplement W/O VIT A (50X) | Gibco | 12587010 | Supplement |
| Cryotube vial | Thermo scientific-NUNC | 375418 | 1.8 ml |
| DAPI | DOJINDO | D532 | 4',6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride; multiple suppliers |
| Dimethyl sulphoxide(DMSO) Hybri-max | Sigma | D2650-100ML | Multiple suppliers |
| DMEM | Gibco | C11995500BT | Medium |
| DMEM /F12 | Gibco | C11330500BT | Medium |
| EDTA | Invitrogen | 15575-020 | 0.5 M PH 8.0 |
| FBS | NATOCOR | SFBE | Serum |
| Filter | Millipore | SLGP033RB | 0.22μm, sterile Millex filter |
| GlutaMax, 100X | Gibco | 35050061 | L-alanyl-L-glutamine |
| Heparin | Sigma | H3149 | 2 mg/ml in PBS to use |
| Matrigel, 100x | Corning | 354277 | Extracellular matrix (ECM) |
| MEM Non-Essential Amino Acids Solution (100X) | Gibco | 11140050 | MEM NEAA |
| mTeSR1 | STEM CELL | 85850 | hPSCs maintenance medium (MM) |
| N2 supplement | Gibco | 17502048 | Supplement |
| Phosphate-buffered saline (PBS) buffer | GNM | GNM10010 | Without Ca+,Mg+,PH7.2±0.1 0.1M |
| Taurine | Sigma | T0625 | Supplement |
| Ultra-low attachment culture dishes 100mm petri dish, low-attachment | Corning | CLS3262-20EA | Petri dish |
Referências
- Flaxman, S. R., et al. Global causes of blindness and distance vision impairment 1990-2020: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (12), 1221-1234 (2017).
- Sayed, N., Liu, C., Wu, J. C. Translation of human-induced pluripotent stem cells: From clinical trial in a dish to precision medicine. Journal of American College of Cardiology. 67 (18), 2161-2176 (2016).
- Capowski, E. E., et al. Reproducibility and staging of 3D human retinal organoids across multiple pluripotent stem cell lines. Development. 146 (1), (2019).
- Brooks, M. J., et al. Improved retinal organoid differentiation by modulating signaling pathways revealed by comparative transcriptome analyses with development in vivo. Stem Cell Reports. 13 (5), 891-905 (2019).
- Zerti, D., et al. Developing a simple method to enhance the generation of cone and rod photoreceptors in pluripotent stem cell-derived retinal organoids. Stem Cells. 38 (1), 45-51 (2020).
- Osakada, F., et al. Toward the generation of rod and cone photoreceptors from mouse, monkey and human embryonic stem cells. Nature Biotechnology. 26 (2), 215-224 (2008).
- Nakano, T., et al. Self-formation of optic cups and storable stratified neural retina from human ESCs. Cell Stem Cell. 10 (6), 771-785 (2012).
- Zhong, X., et al. Generation of three-dimensional retinal tissue with functional photoreceptors from human iPSCs. Nature Communication. 5, 4047 (2014).
- Liu, C., Oikonomopoulos, A., Sayed, N., Wu, J. C. Modeling human diseases with induced pluripotent stem cells: from 2D to 3D and beyond. Development. 145 (5), (2018).
- Lamba, D. A., Gust, J., Reh, T. A. Transplantation of human embryonic stem cell-derived photoreceptors restores some visual function in Crx-deficient mice. Cell Stem Cell. 4 (1), 73-79 (2009).
- Reichman, S., et al. From confluent human iPS cells to self-forming neural retina and retinal pigmented epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (23), 8518-8523 (2014).
- Maeda, A., Mandai, M., Takahashi, M. Gene and Induced Pluripotent Stem Cell Therapy for Retinal Diseases. Annual Review Genomics and Human Genetics. 20, 201-216 (2019).
- Kruczek, K., Swaroop, A. Pluripotent stem cell-derived retinal organoids for disease modeling and development of therapies. Stem Cells. 38 (10), 1206-1215 (2020).
- O’Hara-Wright, M., Gonzalez-Cordero, A. Retinal organoids: a window into human retinal development. Development. 147 (24), (2020).
- Eckert, P., Knickmeyer, M. D., Schutz, L., Wittbrodt, J., Heermann, S. Morphogenesis and axis specification occur in parallel during optic cup and optic fissure formation, differentially modulated by BMP and Wnt. Open Biology. 9 (2), 180179 (2019).
- Patel, A., Sowden, J. C. Genes and pathways in optic fissure closure. Seminals in Cell and Development Biology. 91, 55-65 (2019).
- Chan, B. H. C., Moosajee, M., Rainger, J. Closing the Ggap: Mechanisms of epithelial fusion during optic fissure closure. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, (2021).
- Li, G., et al. Generation of retinal organoids with mature rods and cones from urine-derived human induced pluripotent stem cells. Stem Cells International. 2018, 4968658 (2018).
- Liu, S., et al. Self-formation of RPE spheroids facilitates enrichment and expansion of hiPSC-derived RPE generated on retinal organoid induction platform. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 59 (13), 5659-5669 (2018).
- Luo, Z., et al. An optimized system for effective derivation of three-dimensional retinal tissue via Wnt signaling regulation. Stem Cells. 36 (11), 1709-1722 (2018).
- Li, G., et al. Generation and characterization of induced pluripotent stem cells and retinal organoids from a leber’s congenital amaurosis patient with novel RPE65 mutations. Frontiers in Molecular Neuroscience. 12, 212 (2019).
- Matsa, E., Ahrens, J. H., Wu, J. C. Human induced pluripotent stem cells as a platform for personalized and precision cardiovascular medicine. Physiology Reviews. 96 (3), 1093-1126 (2016).
- Wahlin, K. J., et al. Photoreceptor outer segment-like structures in long-term 3d retinas from human pluripotent stem cells. Science Reports. 7 (1), 766 (2017).
- Eiraku, M., et al. Self-organizing optic-cup morphogenesis in three-dimensional culture. Nature. 472 (7341), 51-56 (2011).
- Reichman, S., et al. Generation of storable retinal organoids and retinal pigmented epithelium from adherent human iPS cells in xeno-free and feeder-free conditions. Stem Cells. 35 (5), 1176-1188 (2017).
- Lamba, D. A., Karl, M. O., Ware, C. B., Reh, T. A. Efficient generation of retinal progenitor cells from human embryonic stem cells. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 103 (34), 12769-12774 (2006).
- Kuwahara, A., et al. Generation of a ciliary margin-like stem cell niche from self-organizing human retinal tissue. Nature Communication. 6, 6286 (2015).
- da Silva, S., Cepko, C. L. Fgf8 expression and degradation of retinoic acid are required for patterning a high-acuity area in the retina. Developmental Cell. 42 (1), 68-81 (2017).
- Mitchell, D. M., et al. Retinoic acid signaling regulates differential expression of the tandemly-duplicated long wavelength-sensitive cone opsin genes in zebrafish. PLoS Genetics. 11 (8), 1005483 (2015).
- Stevens, C. B., Cameron, D. A., Stenkamp, D. L. Plasticity of photoreceptor-generating retinal progenitors revealed by prolonged retinoic acid exposure. BMC Developmental Biology. 11 (1), (2011).
- Eldred, K. C., et al. Thyroid hormone signaling specifies cone subtypes in human retinal organoids. Science. 362 (6411), (2018).
- Yang, F., Ma, H., Ding, X. Q. Thyroid hormone signaling in retinal development, survival, and disease. Vitamins and Hormones. 106, 333-349 (2018).
- Brzezinski, J. A., Reh, T. A. Photoreceptor cell fate specification in vertebrates. Development. 142 (19), 3263-3273 (2015).
- Kim, S., et al. Generation, transcriptome profiling, and functional validation of cone-rich human retinal organoids. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 116 (22), 10824-10833 (2019).
- Lowe, A., Harris, R., Bhansali, P., Cvekl, A., Liu, W. Intercellular adhesion-dependent cell survival and ROCK-regulated actomyosin-driven forces mediate self-formation of a retinal organoid. Stem Cell Reports. 6 (5), 743-756 (2016).
- Carcamo-Orive, I., et al. Analysis of transcriptional variability in a large human ipsc library reveals genetic and non-genetic determinants of heterogeneity. Cell Stem Cell. 20 (4), 518-532 (2017).
- DeBoever, C., et al. Large-scale profiling reveals the influence of genetic variation on gene expression in human induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 20 (4), 533-546 (2017).
