注射器と針を用いた循環腫瘍細胞に及ぼす血行力学的ストレスのモデル化
Summary
ここでは、懸濁液中の癌細胞に流体せん断応力を適用し、循環腫瘍細胞に及ぼす血行力学的ストレスの影響をモデル化する方法を示す。
Abstract
転移の間、上皮を含む固体組織からの癌細胞は、血行性の流れによる機械的ストレスにさらされるリンパおよび血球循環にアクセスする。これらのストレスの 1 つは循環腫瘍細胞 (CTC) 経験は流体せん断応力 (FSS) です。がん細胞は間質流のために腫瘍内で低レベルのFSSを経験する可能性がありますが、CTCは細胞外マトリックス付着なしで、はるかに大きなレベルのFSSに曝露されます。生理学的には、FSSは3〜4桁を超え、リンパ系(<1 dyne/cm2)に存在する低レベルと、細胞が心臓と心臓弁の周りを通過する時点で短時間存在する最高レベル(>500ダイン/cm2)を有する。さまざまな時間枠にわたって生理学的剪断応力の異なる範囲をモデル化するように設計された いくつかのin vitro モデルがあります。本論文では、単純な注射器と針システムを用いて、がん細胞生物学における高レベルFSSの短い(ミリ秒)パルスの結果を調べるモデルについて説明する。
Introduction
転移、または初期腫瘍部位を超える癌の広がりは、癌死亡率の基礎となる主要な要因である。転移の間、癌細胞は循環系を高速道路として利用して、身体2、3を通して遠くの部位に広がる。これらの部位に向かう途中で、循環腫瘍細胞(CTC)は、元の原発腫瘍3、4、5とは異なり、動的流体微小環境内に存在する。この流体微小環境は転移に対する多くの障壁の1つであると提案されている。転移性非効率の概念には広く一致している、すなわち、循環に入るほとんどのCTCが滅びるか、または生産的な転移コロニーを形成しないこと6、7、8。しかし、なぜ個々のCTCの観点から転移が非効率的なのかは、あまり確実ではなく、依然として活発な調査分野である。CTCは、細胞外マトリックスから剥離され、原発性腫瘍に存在し得る可溶性増殖および生存因子を奪われ、原発腫瘍4とは大きく異なる方法で免疫系および血行力力にさらされる。これらの要因のそれぞれは、CTCの貧しい生存に寄与するかもしれないが、その相対的な貢献は不明である。本稿では、血行力がCTCに与える影響について論じ合う。
CTCに対する血行力の影響を研究することは非常に困難です。現在、人間の血管系の全体の時空間的ダイナミクス(心臓から毛細血管)およびレオロジー特性を複製できる、設計されたインビトロシステムはありません。さらに、CTCが循環系をどのように経験するかを完全には明らかではありません。実験的証拠は、ほとんどの癌細胞が血液細胞のように連続的に循環しないことを示している。むしろ、比較的大きなサイズ(直径10〜20μm)のため、ほとんどのCTCは、キャピラリーベッド(直径6〜8μm)に閉じ込められ、死んだり、空入部を起用したり、次のキャピラベッド8、9、10、11に変位したりする可能性があります。しかし、CTCサイズは生体内でより異種であり、より小さなCTCが検出可能な12であるといういくつかの証拠がある。従って、距離および血流速度に基づいて、CTCは、これらの捕捉期間間の数秒間だけ自由に循環し得るが、この挙動の定量的記述は13を欠いている。
さらに、CTCが循環に入る場所に応じて、肺および他の周辺部位の複数の毛細血管床を通過し、最終目的地に到達する前に左右の心臓を通過する可能性があります。途中、CTCは、流体せん断応力(FSS)、微小循環中の圧縮力、血管壁14に沿って白血球様転がりを示す可能性がある状況下での牽引力を含む様々な血行力学的ストレスにさらされる。したがって、循環をモデル化する能力と、モデル化するCTC挙動の理解の両方が制限される。この不確実性のために 、in vitro モデルシステムからの知見は、実験的な脊椎動物生物で、そして最終的には癌患者で検証されるべきである。
前述の注意点を用いて、この論文は、201215年に最初に説明されたCTCに対するFSSの影響を調査するために、懸濁液中の細胞にFSSを適用する比較的単純なモデルを示している。FSSは血管壁に対する血流の摩擦に起因し、より大きな血管における層流の条件下で放物線速度勾配を生じる。細胞は、血管壁付近のFSSの高レベルおよび血管の中心付近の低レベルを経験する。流体粘度、流量、および流れが発生する導管の寸法は、ハーゲン・ポイズイユ方程式で説明されているようにFSSに影響を与えます。これは、ニュートン流体として動作する血液の流れに適用されますが、微小循環のために保持されません。生理学的FSSは、リンパ球の最低レベル(<1 dyn/cm2)と心臓弁およびアテローム硬化性プラーク(>500 dyn/cm2)周辺の領域で最も高いレベルの数桁にわたって及ぶ5。動脈の平均壁せん断応力は、静脈16、17の10-70 dyn/cm2および1-6dyn/cm2である。
心臓では、細胞は非常に高レベルであるが、非常に短い期間のFSSが18、19を経験することができる弁のチラシの周りの乱流の流れにさらされるかもしれない。バイオプロセシング分野は長い間、哺乳類細胞に対するFSSの懸濁液への影響を研究してきたが、この情報は、一般的に長期間20回にわたって適用されるFSSのはるかに低いレベルに焦点を当てているため、CTCに対するFSSの影響を理解するための限られた価値がある可能性がある。後述するように、注射器および針を用いて、細胞懸濁液に比較的短い(ミリ秒)持続時間のために比較的高い(数十〜数千のdyn/cm2)FSSを適用することができる。このモデル15の最初の説明以来、他の人は癌細胞21、22、23に対するFSSの影響を研究するためにそれを採用している。FSSの複数の「パルス」を短時間で細胞懸濁液に適用して、下流の実験分析を容易にします。例えば、このモデルは、適用されるパルス数の関数として細胞の生存率を測定することによって、FSSによる機械的破壊に抵抗する細胞の能力を測定するために使用することができる。あるいは、がん細胞の生物学に及ぼすFSS曝露の効果は、さまざまな下流分析のために細胞を採取することによって探索することができる。重要なことに、細胞懸濁液の一部は、細胞剥離および懸濁液に保持される時間に関連する可能性のあるFSSの効果を比較するために、静的制御として予約されている。
Protocol
Representative Results
Discussion
本論文では、注射器と針を用いた懸濁液中のがん細胞へのFSSの応用について説明する。このモデルを用いて、癌細胞は、非形質上皮細胞15、22、24に対して高レベルFSSの短いパルスに対してより耐性であることが示されている。さらに、このモデルを用いたFSSへの暴露は、細胞剛性の急激な増加、RhoAの活性化、および皮質F-…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
ここで実証したモデルの開発は、DOD助成金W81XWH-12-1-0163、NIH助成金R21 CA179981とR21 CA196202、およびサトウ転移研究基金によってサポートされました。
Materials
| 0.25% Trypsin | Gibco | 25200-056 | |
| 14 mL round bottom tubes | Falcon – Corning | 352059 | |
| 30 G 1/2" Needle | BD | 305106 | |
| 5 mL syringe | BD | 309646 | |
| 96-well black bottom plate | Costar – Corning | 3915 | |
| Bioluminescence detector | AMI | AMI HTX | |
| BSA, Fraction V | Sigma | 10735086001 | |
| Cell Titer Blue | Promega | G8081 | |
| crystal violet | Sigma | C0775 | |
| D-luciferin | GoldBio | D-LUCK | |
| DMEM | Gibco | 11965-092 | |
| FBS | Atlanta Biologicals | S11150 | |
| PBS | Gibco | 10010023 | |
| Plate Reader | BioTek | Synergy HT | |
| Sodium Azide (NaN3) | Sigma | S2002 | |
| Syringe Pump | Harvard Apparatus | 70-3005 |
Referências
- Dillekås, H., Rogers, M. S., Straume, O. Are 90% of deaths from cancer caused by metastases. Cancer medicine. 8 (12), 5574-5576 (2019).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144 (5), 646-674 (2011).
- Strilic, B., Offermanns, S. Intravascular survival and extravasation of tumor cells. Cancer Cell. 32 (3), 282-293 (2017).
- Labelle, M., Hynes, R. O. The initial hours of metastasis: the importance of cooperative host-tumor cell interactions during hematogenous dissemination. Cancer Discovery. 2 (12), 1091-1099 (2012).
- Krog, B. L., Henry, M. D. Biomechanics of the circulating tumor cell microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1092, 209-233 (2018).
- Weiss, L. Metastatic inefficiency. Advances in Cancer Research. 54, 159-211 (1990).
- Zeidman, I., Mc, C. M., Coman, D. R. Factors affecting the number of tumor metastases; experiments with a transplantable mouse tumor. Pesquisa do Câncer. 10 (6), 357-359 (1950).
- Fidler, I. J. Metastasis: quantitative analysis of distribution and fate of tumor embolilabeled with 125 I-5-iodo-2′-deoxyuridine. Journal of the National Cancer Institute. 45 (4), 773-782 (1970).
- Cameron, M. D., et al. Temporal progression of metastasis in lung: cell survival, dormancy, and location dependence of metastatic inefficiency. Pesquisa do Câncer. 60 (9), 2541-2546 (2000).
- Luzzi, K. J., et al. Multistep nature of metastatic inefficiency: dormancy of solitary cells after successful extravasation and limited survival of early micrometastases. American Journal of Pathology. 153 (3), 865-873 (1998).
- Kienast, Y., et al. Real-time imaging reveals the single steps of brain metastasis formation. Nature Medicine. 16 (1), 116-122 (2010).
- Takagi, H., et al. Analysis of the circulating tumor cell capture ability of a slit filter-based method in comparison to a selection-free method in multiple cancer types. International journal of molecular sciences. 21 (23), 9031 (2020).
- Scott, J., Kuhn, P., Anderson, A. R. Unifying metastasis–integrating intravasation, circulation and end-organ colonization. Nature Reviews Cancer. 12 (7), 445-446 (2012).
- Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11 (7), 512-522 (2011).
- Barnes, J. M., Nauseef, J. T., Henry, M. D. Resistance to fluid shear stress is a conserved biophysical property of malignant cells. PLoS One. 7 (12), 50973 (2012).
- Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
- Brass, L. F., Diamond, S. L. Transport physics and biorheology in the setting of hemostasis and thrombosis. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 14 (5), 906-917 (2016).
- Stein, P. D., Sabbah, H. N. Turbulent blood flow in the ascending aorta of humans with normal and diseased aortic valves. Circulation Research. 39 (1), 58-65 (1976).
- Strony, J., Beaudoin, A., Brands, D., Adelman, B. Analysis of shear stress and hemodynamic factors in a model of coronary artery stenosis and thrombosis. The American Journal of Physiology. 265 (5), 1787-1796 (1993).
- Chalmers, J. J. Mixing, aeration and cell damage, 30+ years later: what we learned, how it affected the cell culture industry and what we would like to know more about. Current Opinion in Chemical Engineering. 10, 94-102 (2015).
- Vennin, C., et al. Trsient tissue priming via ROCK inhibition uncouples pancreatic cancer progression, sensitivity to chemotherapy, and metastasis. Science Translational Medicine. 9 (384), 126 (2017).
- Mitchell, M. J., et al. Lamin A/C deficiency reduces circulating tumor cell resistance to fluid shear stress. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 309 (11), 736-746 (2015).
- Ortiz-Otero, N., et al. Cancer associated fibroblasts confer shear resistance to circulating tumor cells during prostate cancer metastatic progression. Oncotarget. 11 (12), 1037-1050 (2020).
- Moose, D. L., et al. Cancer cells resist mechanical destruction in circulation via RhoA/actomyosin-dependent mechano-adaptation. Cell Reports. 30 (11), 3864-3874 (2020).
- Miller, B. E., Miller, F. R., Wilburn, D. J., Heppner, G. H. Analysis of tumour cell composition in tumours composed of paired mixtures of mammary tumour cell lines. British Journal of Cancer. 56 (5), 561-569 (1987).
- Aslakson, C. J., Miller, F. R. Selective events in the metastatic process defined by analysis of the sequential dissemination of subpopulations of a mouse mammary tumor. Pesquisa do Câncer. 52 (6), 1399 (1992).
- Chivukula, V. K., Krog, B. L., Nauseef, J. T., Henry, M. D., Vigmostad, S. C. Alterations in cancer cell mechanical properties after fluid shear stress exposure: a micropipette aspiration study. Cell Health Cytoskeleton. 7, 25-35 (2015).
- Gensbittel, V., et al. Mechanical adaptability of tumor cells in metastasis. Developmental Cell. 56 (2), 164-179 (2021).
- O’Leary, B. R., et al. Pharmacological ascorbate inhibits pancreatic cancer metastases via a peroxide-mediated mechanism. Scientific Reports. 10 (1), 17649 (2020).
- Williams, A. R., Hughes, D. E., Nyborg, W. L. Hemolysis near a transversely oscillating wire. Science. 169 (3948), 871-873 (1970).
- Rooney, J. A. Hemolysis near an ultrasonically pulsating gas bubble. Science. 169 (3948), 869-871 (1970).
- Connolly, S., McGourty, K., Newport, D. The in vitro inertial positions and viability of cells in suspension under different in vivo flow conditions. Scientific Reports. 10 (1), 1711 (2020).
- Brooks, D. E. The biorheology of tumor cells. Biorheology. 21 (1-2), 85-91 (1984).
- Triantafillu, U. L., Park, S., Klaassen, N. L., Raddatz, A. D., Kim, Y. Fluid shear stress induces cancer stem cell-like phenotype in MCF7 breast cancer cell line without inducing epithelial to mesenchymal transition. Internation Journal of Oncology. 50 (3), 993-1001 (2017).
- Fan, R., et al. Circulatory shear flow alters the viability and proliferation of circulating colon cancer cells. Scientific Reports. 6, 27073 (2016).
- Fu, A., et al. High expression of MnSOD promotes survival of circulating breast cancer cells and increases their resistance to doxorubicin. Oncotarget. 7 (31), 50239-50257 (2016).
- Li, S., et al. Shear stress promotes anoikis resistance of cancer cells via caveolin-1-dependent extrinsic and intrinsic apoptotic pathways. Journal of Cellular Physiology. 234 (4), 3730-3743 (2019).
- Xin, Y., et al. Mechanics and actomyosin-dependent survival/chemoresistance of suspended tumor cells in shear flow. Biophysical Journal. 116 (10), 1803-1814 (2019).
