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Ultracentrifugação de gradiente de densidade para investigar a reciclagem endócítica em células mamíferas

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DOI:

10.3791/62621

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30 de junho de 2021

 ,  , 
1School of Life Sciences, The Chinese University of Hong Kong

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este artigo tem como objetivo apresentar um protocolo para preparar endossóis de reciclagem de células mamíferas usando ultracentrifugação gradiente de densidade de sacarose.

Resumo

O tráfico endossomal é um processo celular essencial que regula uma ampla gama de eventos biológicos. As proteínas são internalizadas da membrana plasmática e depois transportadas para os endossómos iniciais. As proteínas internalizadas podem ser transitadas para o lysosome para degradação ou recicladas de volta à membrana plasmática. Uma via robusta de reciclagem endócítica é necessária para equilibrar a remoção de materiais de membrana da endocitose. Várias proteínas são relatadas para regular a via, incluindo o fator de ribossiation ADP 6 (ARF6). A ultracentrifugação gradiente de densidade é um método clássico para fracionamento celular. Após a centrifugação, organelas são sedimentadas em sua superfície isopécnica. As frações são coletadas e usadas para outras aplicações a jusante. Descrito aqui é um protocolo para obter uma fração contendo endosome de células de mamíferos transfectadas usando ultracentrifugação de gradiente de densidade. As frações isoladas foram submetidas à mancha ocidental padrão para analisar seu conteúdo proteico. Ao utilizar este método, identificamos que o direcionamento da membrana plasmática do engolfamento e da motilidade celular 1 (ELMO1), um substrato de toxina botulínica C3 relacionado a Ras 1 (Rac1) fator de troca de nucleotídeos de guanina, é através da reciclagem endocítica mediada por ARF6.

Introdução

O tráfico endossomal é um processo fisiológico essencial que implica vários eventos biológicos1, por exemplo, o transporte de receptores de sinalização, canais de íons e moléculas de adesão. Proteínas localizadas na membrana plasmática são internalizadas por endocitose2. As proteínas internalizadas são então classificadas pelo endosommaprecoce 3. Algumas das proteínas são direcionadas para lisesomos para degradação4. No entanto, uma quantidade significativa de proteínas são recicladas de volta à superfície celular por processos de reciclagem rápidos e lentas. Na reciclagem rápida, as proteínas deixam os endossos precoces e retornam diretamente à membrana plasmática. Por outro lado, na reciclagem lenta, as proteínas são primeiramente classificadas ao compartimento de reciclagem endóctico e depois transportadas de volta para a membrana plasmática. Várias proteínas de carga, por exemplo, clathrin, complexo retromer, complexo de recuperador e proteína da síndrome de Wiskott-Aldrich, e complexo SCAR Homologue (WASH), participam desses processos de reciclagem demembranas 4,5,6,7,8,9. O equilíbrio do evento de endocitose e reciclagem é crucial para a sobrevivência celular e contribui para diversos eventos celulares10, por exemplo, adesão celular, migração celular, polaridade celular e transdução de sinais.

ARF6, um pequeno GTPase, é um regulador relatado de tráfico endocítico7,11,12. De interesse, diversos grupos de pesquisa ilustraram a importância da ARF6 na reciclagem endocítica13,14,15,16,17. O estudo tem como objetivo investigar a relação entre o crescimento de neurite mediado pela ARF6 e a reciclagem endócítica. O relatório anterior sugere que a ativação do ARF6 é upstream para a atividade Rac1 através da atuação no complexo18(DOCK180) do ELMO1 . No entanto, ainda não está claro como o ARF6 aciona a sinalização rac1 mediada do ELMO1-DOCK180. A ultracentrifugação de gradiente de densidade foi empregada para investigar o papel da reciclagem endocítica mediada por ARF6 nesse processo. Com isso, a fração contendo endosome de reciclagem foi obtida a partir de lises celulares19. A fração foi submetida à mancha ocidental para análise de teor de proteínas. Os resultados do imunoblot revelaram que sob a presença de FE65, uma proteína adaptadora enriquecida pelo cérebro, a ARF6 ativa aumentou substancialmente o nível de ELMO1 na fração contendo endosome de reciclagem. O protocolo a seguir inclui os procedimentos para (1) transfecção de células mamíferas; (2) elaboração das amostras e colunas gradientes de densidade; e (3) obtenção da fração contendo endosome de reciclagem.

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Protocolo

1. Cultura e transfecção de células mamíferas

  1. Placa 2 x 106 células em um prato de cultura de 100 mm. Use quatro pratos para cada transfecção.
    NOTA: O número de células necessárias pode variar para diferentes linhas celulares. A otimização pode ser necessária antes de prosseguir para a etapa de isolamento.
  2. No dia seguinte, transfete as células com Lipofectamina de acordo com as instruções do fabricante.

2. Colheita celular

  1. Descarte o meio de cultura 48 h pós-transfecção.
  2. Lave as células com PBS gelado (fosfatos de sódio de 10 mM, cloreto de potássio de 2,68 mM, cloreto de sódio de 140 mM) duas vezes.
  3. Adicione 1 mL de PBS gelado+ (PBS complementado com coquetel inibidor de protease 0,5x e coquetel inibidor de fosfatase de 0,5x) a cada prato.
  4. Colete as células com um raspador de células e transfira a suspensão celular para um tubo de centrífuga de 15 mL.
  5. Pelota as células por centrifugação usando um rotor de balde de balanço a 400 x g por 5 min.
  6. Descarte o supernatante e resuspenque a pelota celular suavemente em 5 mL de tampão de homogeneização (HB; 250 mM de sacarose, 3 mM imidazol no pH 7.4, 1 mM EDTA complementado com 0,03 mM cicloheximida, coquetel inibidor de protefase 1xase e 1xxphosphatase inibidor).
  7. Colete as células por centrifugação a 1.300 x g por 10 min.
  8. Resuspense a pelota de célula em 1 mL de HB.
  9. Homogeneize as células com um homogeneizador do Dounce para 15-20 derrames.
    NOTA: Outros métodos de homogeneização, por exemplo, passando a amostra através de uma seringa, poderiam ser utilizados. A eficiência de homogeneização poderia ser revelada observando o homogeneizado sob um microscópio de contraste de fase.
  10. Transfira o homogeneizar para um tubo de centrifugação de 2 mL.
    NOTA: Colher 50 μL de homogeneizar com 12,5 μL de tampão de amostra de 5x e rotulá-lo como total lysate.
  11. Adicione 0,7 mL de HB ao homogeneizar.
  12. Gire o homogenate diluído a 2.000 x g por 10 min a 4 °C.
    NOTA: A pelota contém núcleos e células ininterruptas.
  13. Colete 1,5 mL do supernaspe e repita o passo 2.12 uma vez.
  14. Colete 1,4 mL do supernante e rotule-o como supernante pós-nuclear (PNS).

3. Preparação da coluna de gradiente de densidade

  1. Transfira 1,2 mL de PNS para um tubo ultracentrífuga.
  2. Adicione 1 mL de solução de sacarose de 62% (2,351 M de sacarose, 3 mM de imidazol no pH 7.4) à amostra e misture bem por tubulação suave.
    NOTA: A solução resultante é uma solução de sacarose de 40,6%.
  3. Adicione 3,3 mL de solução de sacarose de 35% (1,177 M de sacarose, 3 mM imidazol no pH 7.4) cuidadosamente em cima da amostra.
  4. Adicione 2,2 mL de solução de sacarose de 25% (0,806 M de sacarose, 3 mM imidazol no pH 7.4) cuidadosamente em cima da solução de 35% de sacarose.
    NOTA: O índice refrativo das soluções de sacarose de 62%, 40,6%, 35% e 25% à temperatura ambiente são 1,44, 1,40, 1,39 e 1,37, respectivamente. Os índices refrativos das soluções de sacarose poderiam ser verificados com um refratômetro para garantir a precisão e consistência do experimento.
  5. Encha o tubo de ultracentrifugação com HB.
    NOTA: Armazene temporariamente a coluna de gradiente de densidade preparada a 4 °C.

4. Fracionamento e recuperação da fração contendo endosome de reciclagem

  1. Centrifugar a coluna a 210.000 x g por 3 h a 4 °C.
  2. Colete 12 frações (1 mL cada) cuidadosamente, começando a partir da parte superior do gradiente.
    NOTA: Os endossomos de reciclagem devem ser encontrados na interface entre 35% e 25% de soluções de sacarose. As frações coletadas podem ser congeladas em nitrogênio líquido e armazenadas a -80 °C.
  3. Diluir todas as frações com 1 mL de tampão de diluição (3 mM imidazol em pH 7,4, 1 mM EDTA).
  4. Centrifugar a amostra diluída a 100.000 x g por 1 h a 4 °C.
  5. Aspire o supernasal e adicione 50 μL de tampão de amostra de 1x para colher as frações.
  6. Analise o conteúdo da proteína nas frações por manchas ocidentais.

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Resultados

Após fracionar as células HEK293 não traduzidas por ultracentrifugação gradiente de densidade, 12 frações foram coletadas a partir do topo do gradiente. As frações colhidas foram diluídas com o tampão de diluição em uma razão de 1:1 e submetidas a uma segunda rodada de centrifugação. As amostras foram então submetidas a manchas ocidentais para análise de seu conteúdo proteico. Como mostrado na Figura 1,o marcador de reciclagem endosome Rab11 é detectado na fração 720....

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Discussão

O protocolo acima descreve os procedimentos para isolar a reciclagem de endossóis de células cultivadas por ultracentrifugação. A confiabilidade desse método foi demonstrada pela últimapublicação 22, comprovando que os endosários de reciclagem são isolados com sucesso de outras organelas (Figura 1),como o aparelho golgi e mitocôndrias. Alguns passos críticos precisam ser atentos para obter um bom resultado de separação. Ao preparar as soluções de sacarose, recomenda-s...

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Divulgações

Os autores declaram que não têm conflitos de interesse com o conteúdo deste artigo.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado por fundos do Research Grants Council Hong Kong, cuhk direct grant scheme, United College endowment fund, e tuyf Charitable Trust. Os números deste trabalho foram adaptados de nossa publicação anterior, "ARF6-Rac1- a propagação de neurite mediada por sinalização é potencializado pelo adaptador neuronal FE65 através da orquestração ARF6 e ELMO1" publicada no FASEB Journal em outubro de 2020.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
1 mL, tubo de polipropileno de parede espessa de topo aberto, 11 x 34 mmBeckman Coulter347287
placa de cultura de tecidos de 100 mmSPL20100
13,2 mL, tubo ultratransparente de parede fina de topo aberto certificado gratuitamente, 14 x 89 mmBeckman CoulterC14277
5x tampão de amostraGenScriptMB01015
cOmplete, coquetel de inibidor de protease sem EDTARoche11873580001
COX IV (3E11) Tecnologiade sinalização celular4850SAnticorpo monoclonal de coelho para detecção de COX IV.
CicloheximidaSigma-AldrichC1988
Dounce Tissue Grinder, 7 mLDWK Life Sciences357542
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) com baixa glicoseHyCloneSH30021.01
anticorpo ELMO1 (B-7)Santa Cruz BiotechnologySC-271519Anticorpo monoclonal de camundongo para detecção de ELMO1.
EndoFree Plasmid Maxi KitQIAGEN12362
FE65 anticorpo (E-20)Santa Cruz BiotechnologySC-19751Anticorpo policlonal de cabra para detecção de FE65.
Soro bovino fetal, grau de pesquisaHyCloneSV30160.03
GAPDH Anticorpo monoclonal (6C5)AmbionAM4300Anticorpo monoclonal de camundongo para detecção de GAPDH.
Software ImageLabBio-RadMedição da intensidade da banda
ImidazolSigma-AldrichI2399
Lipofectamine 2000 Reagente de transfecçãoInvitrogen11668019
Monoclonal Anti-β-COP anticorpoSigmaG6160Anticorpo monoclonal de camundongo para detecção de β-COP.
Tecnologia de sinalização celularmAb de camundongo Myc-tag (9B11)2276SAnticorpo monoclonal de camundongo para detecção de proteínas marcadas com myc.
OmniPur EDTA, sal dissódico, dihidratoCalbiochem4010-OP
Optima L-100 XPBeckman Coulter392050
Optima MAX-TLBeckman CoulterA95761
Opti-MEM I Mídia de soro reduzidaGibco31985070
PBS TabletsGibco18912014
PhosSTOPRoche
Anticorpo policlonal específico RAB11AProteintech20229-1-APAnticorpo policlonal de coelho para detecção de Rab11.
SacaroseAffymetrixAAJ21931A4
SW 41 Ti Rotor de Balde OscilanteBeckman Coulter331362
TLA-120.2 Rotor de ângulo fixoBeckman Coulter362046
Tripsina-EDTA (0,05%), vermelho de fenolGibco25300062
mAb de coelho 4906845001

Referências

  1. Elkin, S. R., Lakoduk, A. M., Schmid, S. L. Endocytic pathways and endosomal trafficking: a primer. Wiener Medizinische Wochenschrift. 166 (7-8), 196-204 (2016).
  2. Kumari, S., Mg, S., Mayor, S. Endocytosis unplugged: multiple ways to enter the cell. Cell Research. 20 (3), 256-275 (2010).
  3. Naslavsky, N., Caplan, S. The enigmatic endosome - sorting the ins and outs of endocytic trafficking. Journal of Cell Science. 131 (13), (2018).
  4. Cullen, P. J., Steinberg, F. To degrade or not to degrade: mechanisms and significance of endocytic recycling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 19, 679-696 (2018).
  5. Weeratunga, S., Paul, B., Collins, B. M. Recognising the signals for endosomal trafficking. Current Opinion in Cell Biology. 65, 17-27 (2020).
  6. Khan, I., Steeg, P. S. Endocytosis: a pivotal pathway for regulating metastasis. British Journal of Cancer. 124 (1), 66-75 (2021).
  7. Grant, B. D., Donaldson, J. G. Pathways and mechanisms of endocytic recycling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 10 (9), 597-608 (2009).
  8. Maxfield, F. R., McGraw, T. E. Endocytic recycling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 5 (2), 121-132 (2004).
  9. McDonald, F. J. Explosion in the complexity of membrane protein recycling. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 320 (4), 483-494 (2021).
  10. O'Sullivan, M. J., Lindsay, A. J. The Endosomal Recycling pathway-at the crossroads of the cell. International Journal of Molecular Sciences. 21 (17), 6074(2020).
  11. D'Souza-Schorey, C., Li, G., Colombo, M. I., Stahl, P. D. A regulatory role for ARF6 in receptor-mediated endocytosis. Science. 267 (5201), New York, N. Y. 1175-1178 (1995).
  12. Schweitzer, J. K., Sedgwick, A. E., D'Souza-Schorey, C. ARF6-mediated endocytic recycling impacts cell movement, cell division and lipid homeostasis. Seminars in Cell and Developmental Biology. 22 (1), 39-47 (2011).
  13. Finicle, B. T., et al. Sphingolipids inhibit endosomal recycling of nutrient transporters by inactivating ARF6. Journal of Cell Science. 131 (12), (2018).
  14. Lu, H., et al. APE1 upregulates MMP-14 via redox-sensitive ARF6-mediated recycling to promote cell invasion of esophageal adenocarcinoma. Cancer Research. 79 (17), 4426-4438 (2019).
  15. Qi, S., et al. Arf6-driven endocytic recycling of CD147 determines HCC malignant phenotypes. Journal of Experimental and Clinical Cancer Research. 38 (1), 471(2019).
  16. Crupi, M. J. F., et al. GGA3-mediated recycling of the RET receptor tyrosine kinase contributes to cell migration and invasion. Oncogene. 39 (6), 1361-1377 (2020).
  17. Gamara, J., et al. Assessment of Arf6 deletion in PLB-985 differentiated in neutrophil-like cells and in mouse neutrophils: impact on adhesion and migration. Mediators of Inflammation. 2020, 2713074(2020).
  18. Santy, L. C., Ravichandran, K. S., Casanova, J. E. The DOCK180/Elmo complex couples ARNO-mediated Arf6 activation to the downstream activation of Rac1. Current Biology. 15 (19), 1749-1754 (2005).
  19. Wibo, M. Cell fractionation by centrifugation methods. Eukaryotic Cell Function and Growth: Regulation by Intracellular Cyclic Nucleotides. Dumont, J. E., Brown, B. L., Marshall, N. J. , Springer. Boston, MA. 1-17 (1976).
  20. Kelly, E. E., Horgan, C. P., McCaffrey, M. W. Rab11 proteins in health and disease. Biochemical Society Transactions. 40 (6), 1360-1367 (2012).
  21. Li, W., et al. Neuronal adaptor FE65 stimulates Rac1-mediated neurite outgrowth by recruiting and activating ELMO1. The Journal of Biological Chemistry. 293 (20), 7674-7688 (2018).
  22. Chan, W. W. R., Li, W., Chang, R. C. C., Lau, K. F. ARF6-Rac1 signaling-mediated neurite outgrowth is potentiated by the neuronal adaptor FE65 through orchestrating ARF6 and ELMO1. FASEB Journal: Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 34 (12), 16397-16413 (2020).
  23. Huber, L. A., Pfaller, K., Vietor, I. Organelle proteomics: implications for subcellular fractionation in proteomics. Circulation Research. 92 (9), 962-968 (2003).
  24. Fleischer, S., Kervina, M. Subcellular fractionation of rat liver. Methods in Enzymology. 31, 6-41 (1974).
  25. Marsh, M. Endosome and lysosome purification by free-flow electrophoresis. Methods in Cell Biology. 31, 319-334 (1989).
  26. Stasyk, T., Huber, L. A. Zooming in: fractionation strategies in proteomics. Proteomics. 4 (12), 3704-3716 (2004).
  27. Iordachescu, A., Hulley, P., Grover, L. M. A novel method for the collection of nanoscopic vesicles from an organotypic culture model. RSC Advances. 8 (14), 7622-7632 (2018).
  28. Chavrier, P., vander Sluijs, P., Mishal, Z., Nagelkerken, B., Gorvel, J. P. Early endosome membrane dynamics characterized by flow cytometry. Cytometry. 29 (1), 41-49 (1997).
  29. Chasan, A. I., Beyer, M., Kurts, C., Burgdorf, S. Isolation of a specialized, antigen-loaded early endosomal subpopulation by flow cytometry. Methods in Molecular Biology. 960, 379-388 (2013).
  30. Thapa, N., et al. Phosphatidylinositol-3-OH kinase signaling is spatially organized at endosomal compartments by microtubule-associated protein 4. Nature Cell Biology. 22 (11), 1357-1370 (2020).
  31. Guimaraes de Araujo, M. E., Fialka, I., Huber, L. A. Endocytic Organelles: Methods For Preparation And Analysis. In eLS. , John Wiley & Sons, Ltd. Hoboken, NJ. (2001).
  32. Rickwood, D., Graham, J. Centrifugation Techniques. , John Wiley & Sons, Ltd. Hoboken, NJ. (2015).
  33. Lamberti, G., de Araujo, M. E., Huber, L. A. Isolation of macrophage early and late endosomes by latex bead internalization and density gradient centrifugation. Cold Spring Harbor Protocols. 2015 (12), (2015).
  34. Urbanska, A., Sadowski, L., Kalaidzidis, Y., Miaczynska, M. Biochemical characterization of APPL endosomes: the role of annexin A2 in APPL membrane recruitment. Traffic. 12 (9), Copenhagen, Denmark. 1227-1241 (2011).

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