Canlı Mikroskopi ve Açık Kaynaklı Yazılım Kullanılarak Aspergillus nidulans Büyüme Hızının Nicel Analizi
Summary
Filamentli mantar A. nidulanslarının hem batık kültürlerde hem de katı ortamda görüntülerini yakalamak, analiz etmek ve büyüme kinetiğini ölçmek için iletilen ışık mikroskopi tekniklerini kullanarak etiketsiz canlı görüntüleme protokolü sunuyoruz. Bu protokol floresan mikroskopi ile birlikte kullanılabilir.
Abstract
Çoğunlukla hyphae/mycelia apikal büyüme oranındaki değişikliklere bağlı olan filamentli mantarların koloni büyümesinin, koloni büyüklüğü karşılaştırılarak katılaşmış medyada makroskopik olarak tahmin edildiği iyi belirlenmiştir. Bununla birlikte, farklı çevresel/büyüme koşulları altında (pH, sıcaklık, karbon ve azot kaynakları, antibiyotikler vb.) genetik olarak farklı mantar suşlarının veya suşlarının büyüme hızını nicel olarak ölçmek zordur. Böylece, mantar hücre büyümesini daha iyi anlamak için büyüme kinetiğini ölçmek için tamamlayıcı yaklaşımların takibi zorunlu hale gelir. Ayrıca, Aspergillus spp. de dahil olmak üzere filamentli mantarların, katı ortamlar veya batık kültürler üzerinde hava altı koşullar altında farklı büyüme ve farklılaşma modlarına sahip olduğu iyi bilinmektedir. Burada, model mantarı Aspergillus nidulans’ınbüyüme kinetiğini analiz etmek için nicel bir mikroskobik yöntem hem batık kültürlerde hem de katı medyada canlı görüntüleme kullanarak detaylandırıyoruz. Farklı mantar suşlarının büyüme oranlarını, kullanıcıdan önceden görüntü analizi uzmanlığı gerektirmeyecek şekilde biyo-görüntüler için açık kaynaklı, özgür bir yazılım (örneğin Fiji) kullanarak tekrarlanabilir ve güvenilir bir şekilde yakalar, analiz eder ve ölçürüz.
Introduction
Filamentli mantarlar büyük sosyoekonomik ve ekolojik öneme sahiptir, hem enzim ve antibiyotik üretimi için endüstriyel / tarımsal araçlar olarak çok önemlidir1,2 ve mahsul bitkilerinin patojenleri olarak3, haşere böcekleri4 ve insanlar3. Ayrıca, Aspergillus nidulans gibi filamentli mantarlar, genetik, hücre ve evrimsel biyoloji çalışmaları ve hiphal uzatma çalışmaları gibi temel araştırmalar için model organizmalar olarak yaygın olarak kullanılmaktadır5. Filamentli mantarlar, membran lipitlerin / proteinlerin sürekli tedariki ve genişleyen uçta hücre duvarının de novo sentezi yoluyla uzanan son derece polarize organizmalardır6. Hipnoz ucu büyümesinde ve polarite bakımında merkezi bir rol, çoğunlukla sitoskeletal bileşenlerden ve Golgi 6,7,8’inpolarizedağılımından oluşan yüksek sıralı bir yapı olan ‘Spitzenkorper’ (SPK) adlı özel bir yapıdır.
Çevresel uyaranlar/sinyaller, bu tür su-hava arayüzü, ışık, CO2 konsantrasyonu ve beslenme durumu bu kalıplar tarafından verilen gelişimsel kararlardan sorumludur9. Batık (sıvı) kültürlerde A. nidulanların farklılaşması bastırılır ve hiphal ucu uzaması ile büyüme meydana gelir6. Vejetatif büyüme sırasında, aseksüel sporlar (conidia) apikal uzantı ile çimlenir ve besinler ve alan mevcut olduğu sürece süresiz olarak büyümeye devam edebilecek farklılaşmamış bir birbirine bağlı hiphal hücreleri ağı olan miselyum oluşturur. Öte yandan, katı medya hipnoz ipuçları elongate ve vejetatif büyüme (gelişimsel yetkinlik) belirli bir süre sonra, aseksüel üreme başlatılır ve hava konidiophore sapları miselyumun özel ayak hücrelerinden uzanır6. Bunlar, uygun çevresel koşullar altında büyümeyi yeniden başlatabilen uzun haploid konidia10 zincirleri üreten konidiophores adı verilen özel gelişimsel çok hücreli yapılara yol açabilir.
Filamentli mantar büyümesini ölçmek için yaygın olarak kullanılan bir yöntem, bir Petri kabında bulunan besin agarındaki sporları aşılamak ve birkaç gün sonra koloninin çapını makroskopik olarakölçmektir 11. Koloninin çapı/alanı, en çok misel büyüme hızındaki değişikliklere ve konidiophore yoğunluğuna daha az bağlı12, daha sonra büyüme değeri olarak kullanılır. Katı yüzeylerde büyüyen mantar popülasyonu (koloni) boyutunu ölçmek oldukça yeterli olmasına rağmen, hiçbir şekilde büyümenin en doğru ölçüsü değildir. Nüfus düzeyi ortalamaları (mantar kolonisi büyüklüğü ortalamaları) ile karşılaştırıldığında, tek hücre ölçümleri bir hücre popülasyonunun heterojenliğini yakalayabilir ve hücrelerin yeni alt popülasyonlarının tanımlanmasına izin verebilir, durumlar13, dinamikler, yollar ve hücrelerin endojen ve çevresel değişikliklere yanıt verdiği biyolojik mekanizmalar14,15. Mantar hücresi büyümesini ve fenotipini zaman atlamalı mikroskopi ile izlemek tartışmasız en yaygın kullanılan nicel tek hücreli gözlem yaklaşımıdır.
Burada, hem batık kültürlerde hem de katı ortamda A. nidulans suşlarının kutupsal büyümesini analiz etmek ve ölçmek için floresan mikroskopisinin birlikte kullanımından bağımsız olarak kullanılabilen görüntüleri yakalamak için iletilen ışık mikroskopisi tekniklerini (faz kontrastı, diferansiyel girişim kontrastı (DIC) ve polarize mikroskopi gibi) kullanarak etiketsiz bir canlı görüntüleme protokolünü detaylandırıyoruz.
Protocol
Representative Results
Discussion
Mantar hücre büyümesini ve fenotipini zaman atlamalı mikroskopi ile izlemek, hücresel davranışı gerçek zamanlı ve nicel ve doğru bir şekilde değerlendirmek için güçlü bir yaklaşımdır ve belirli bir ilaç tedavisinin ve/veya genetik müdahalenin zaman içinde tespit edilebilir hücre büyümesi veya fenotipik farklılıklarla sonuçlanıp sonuçlanmadığını belirlemek için güçlü bir yaklaşımdır.
Bu çalışmada, A. nidulans’ta mikrop tüpü ve hiphal ucu büyümesi…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma kısmen”Rekabetçilik, Girişimcilik ve İnovasyon” (NSRF 2014-2020) Operasyonel Programı (NSRF 2014-2020) tarafından finanse edilen ve Yunanistan ve AB tarafından ortaklaşa finanse edilen “Araştırma ve yenilik Altyapısının Güçlendirilmesi” Eylemi kapsamında uygulanan “Temel Biyolojik Süreçleri Görselleştirmek ve İzlemek için Bir Yunan Araştırma Altyapısı (BioImaging-GR)” (MIS 5002755) projesi tarafından desteklenmiştir.
Materials
| µ-Slide 8 Well | Ibidi | 80826 | Imaging slides |
| 4-Aminobenzoic acid | Merck | A9878 | |
| azhAΔ ngnAΔ | Genotype: zhAΔ::pyrGAf; ngnAΔ::pyrGAf; pyroA4 pantoB100 / References:Laboratory collection, Athanasopoulos et al., 2013 | ||
| Bacto Casamino Acids | Gibco | 223030 | |
| Biotin | Merck | B4639 | |
| Chloroform | Merck | 67-66-3 | |
| Copper(II) sulfate pentahydrate | Merck | C8027 | |
| Glucose | Merck | G8270 | |
| GraphPad Prism 8.0 | GraphPad Software | Statistical Software | |
| ImageJ | NIH | Image processing and analysis software | |
| Inoculating Loop | Merck | I8263-500EA | |
| Iron(III) phosphate | Merck | 1.03935 | |
| Leica Application Suite X | Leica Microsystems | Microscope software | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Merck | 63138 | |
| Manganese(II) sulfate monohydrate | Merck | M7899 | |
| Microscope Leica TCS SP8 | Leica Microsystems | ||
| Nicotinamide (Niacinamide) | Supelco | 47865-U | |
| Peptone | Millipore | 68971 | |
| Petri Dishes for Microbiology Culture | KISKER | G090 | |
| Potassium chloride | Merck | P4504 | |
| Potassium phosphate monobasic | Merck | P5655 | |
| Pyridoxine hydrochloride | Merck | P6280 | |
| Quali – Microcentrifuge Tubes, 1,7 mL, DNase-, RNase and pyrogen free, sterile | KISKER | G052-S | |
| Quali – Microcentrifuge Tubes, 2.0 mL, sterile | KISKER | G053-S | |
| Quali – Standard Tips, Bevelled, 100-1000 µL | KISKER | VL004G | |
| Quali – Standard Tips, Bevelled, 1-200 µL | KISKER | VL700G | |
| Quali Microvolume Tips, DNase-, RNase free, 0,1-10 µL/clear | KISKER | GC.TIPS.B | |
| Riboflavin (B2) | Supelco | 47861 | |
| Scalpel blades NO. 11 | OdontoMed2011 | S2771 | |
| Sodium chloride | Merck | S7653 | |
| Sodium hydroxide | Merck | S8045 | |
| Sodium tetraborate decahydrate | Merck | S9640 | |
| VS151 (PilA-GFP and H1-mRFP) | Genotype: pyrG89; pilA::sgfp::AfpyrG+ argB2 nkuAΔ::argB+ pyroA4 hhoA::mrfp::Afribo+ riboB2 / References:Laboratory collection, Biratsi et al., 2021 | ||
| WT | Genotype: nkuAΔ::argB; pyrG89; pyroA4;pyrG89 / References: TN02A3 -FGSC A1149 | ||
| Yeast Extract | Millipore | 70161 | |
| ZnSO4 |
Referências
- Kumar, A. Aspergillus nidulans: A Potential Resource of the Production of the Native and Heterologous Enzymes for Industrial Applications. International Journal of Microbiology. 2020, 8894215 (2020).
- Kück, U., Bloemendal, S., Teichert, I. Putting Fungi to Work: Harvesting a Cornucopia of Drugs, Toxins, and Antibiotics. PLoS Pathogens. 10 (3), (2014).
- Paterson, R. R. M., Lima, N. Filamentous Fungal Human Pathogens from Food Emphasising Aspergillus, Fusarium and Mucor. Microoraganism. 5 (3), (2017).
- Wang, C., Wang, S. Insect Pathogenic Fungi: Genomics, Molecular Interactions, and Genetic Improvements. Annual Review of Entomology. 62, 73-90 (2017).
- Etxebeste, O., Espeso, E. A. Aspergillus nidulans in the post-genomic era: a top-model filamentous fungus for the study of signaling and homeostasis mechanisms. International Microbiology. 23 (1), 5-22 (2020).
- Riquelme, M., et al. Fungal Morphogenesis, from the Polarized Growth of Hyphae to Complex Reproduction and Infection Structures. Microbiology and Molecular Biology Reviews MMBR. 82 (2), (2018).
- Athanasopoulos, A., André, B., Sophianopoulou, V., Gournas, C. Fungal plasma membrane domains. FEMS Microbiology Reviews. , (2019).
- Pantazopoulou, A., Peñalva, M. A. Organization and Dynamics of the Aspergillus nidulans Golgi during Apical Extension and Mitosis. Molecular Biology of the Cell. 20 (20), 4335-4347 (2009).
- Bayram, &. #. 2. 1. 4. ;., Feussner, K., Dumkow, M., Herrfurth, C., Feussner, I., Braus, G. H. Changes of global gene expression and secondary metabolite accumulation during light-dependent Aspergillus nidulans development. Fungal Genetics and Biology. 87, 30-53 (2016).
- Yu, J. -. H. Regulation of Development in Aspergillus nidulans and Aspergillus fumigatus. Mycobiology. 38 (4), 229-237 (2010).
- Tomkins, R. G. Measuring growth: The petri dish method. Transactions of the British Mycological Society. 17 (1-2), 150-153 (1932).
- Gifford, D. R., Schoustra, S. E. Modelling colony population growth in the filamentous fungus Aspergillus nidulans. Journal of Theoretical Biology. 320, 124-130 (2013).
- Kasprowicz, R., Suman, R., O’Toole, P. Characterising live cell behaviour: Traditional label-free and quantitative phase imaging approaches. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 84, 89-95 (2017).
- Aknoun, S., et al. Quantitative phase microscopy for non-invasive live cell population monitoring. Scientific Reports. 11, (2021).
- Chessel, A., Carazo Salas, R. E. From observing to predicting single-cell structure and function with high-throughput/high-content microscopy. Essays in Biochemistry. 63 (2), 197-208 (2019).
- Todd, R. B., Davis, M. A., Hynes, M. J. Genetic manipulation of Aspergillus nidulans: meiotic progeny for genetic analysis and strain construction. Nature Protocols. 2 (4), 811-821 (2007).
- Hickey, P. C., Swift, S. R., Roca, M. G., Read, N. D. Live-cell Imaging of Filamentous Fungi Using Vital Fluorescent Dyes and Confocal Microscopy. Methods in Microbiology. 34, 63-87 (2004).
- Trinci, A. P. J. A Kinetic Study of the Growth of Aspergillus nidulans and Other Fungi. Journal of General Microbiology. 57 (1), 11-24 (1969).
- Lichius, A., Zeilinger, S. Application of Membrane and Cell Wall Selective Fluorescent Dyes for Live-Cell Imaging of Filamentous Fungi. Journal of Visualized Experiments. (153), e60613 (2019).
- Oomen, L. C. J. M., Sacher, R., Brocks, H. H. J., Zwier, J. M., Brakenhoff, G. J., Jalink, K. Immersion oil for high-resolution live-cell imaging at 37°C: optical and physical characteristics. Journal of Microscopy. 232 (2), 353-361 (2008).
- Distel, M., Köster, R. In Vivo Time-Lapse Imaging of Zebrafish Embryonic Development. CSH protocols. 2007, (2007).
- Walzik, M., et al. A portable low-cost long-term live-cell imaging platform for biomedical research and education. Biosensors and Bioelectronics. 64, (2014).
- Frigault, M. M., Lacoste, J., Swift, J. L., Brown, C. M. Live-cell microscopy – tips and tools. Journal of Cell Science. 122 (6), 753-767 (2009).
- North, A. J. Seeing is believing? A beginners’ guide to practical pitfalls in image acquisition. The Journal of Cell Biology. 172 (1), 9-18 (2006).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Miura, K. Bleach correction ImageJ plugin for compensating the photobleaching of time-lapse sequences. F1000Research. 1000, 1494 (2020).
- Meijering, E., Dzyubachyk, O., Smal, I. Methods for Cell and Particle Tracking. Methods in Enzymology. 504, 183-200 (2012).
- Strovas, T. J., Lidstrom, M. E. Population heterogeneity in Methylobacterium extorquens AM1. Microbiology. 155, 2040-2048 (2009).
- Biratsi, A., Athanasopoulos, A., Kouvelis, V. N., Gournas, C., Sophianopoulou, V. A highly conserved mechanism for the detoxification and assimilation of the toxic phytoproduct L-azetidine-2-carboxylic acid in Aspergillus nidulans. Scientific Reports. 11 (1), 7391 (2021).
- Athanasopoulos, A., Boleti, H., Scazzocchio, C., Sophianopoulou, V. Eisosome distribution and localization in the meiotic progeny of Aspergillus nidulans. Fungal Genetics and Biology. 53, 84-96 (2013).
- Vangelatos, I., Roumelioti, K., Gournas, C., Suarez, T., Scazzocchio, C., Sophianopoulou, V. Eisosome Organization in the Filamentous AscomyceteAspergillus nidulans. Eukaryotic Cell. 9 (10), 1441-1454 (2010).
- Athanasopoulos, A., Gournas, C., Amillis, S., Sophianopoulou, V. Characterization of AnNce102 and its role in eisosome stability and sphingolipid biosynthesis. Scientific Reports. 5 (1), (2015).
- Peñalva, M. A. Tracing the endocytic pathway of Aspergillus nidulans with FM4-64. Fungal Genetics and Biology. 42 (12), 963-975 (2005).
- Versari, C., et al. Long-term tracking of budding yeast cells in brightfield microscopy: CellStar and the Evaluation Platform. Journal of The Royal Society Interface. 14 (127), 20160705 (2017).
- Adams, T. H., Wieser, J. K., Yu, J. -. H. Asexual Sporulation in Aspergillus nidulans. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 62 (1), 35-54 (1998).
- Lagree, K., Desai, J. V., Finkel, J. S., Lanni, F. Microscopy of fungal biofilms. Current Opinion in Microbiology. 43, 100-107 (2018).
- Brunk, M., Sputh, S., Doose, S., van de Linde, S., Terpitz, U. HyphaTracker: An ImageJ toolbox for time-resolved analysis of spore germination in filamentous fungi. Scientific Reports. 8 (1), 1-13 (2018).
- Baum, T., Navarro-Quezada, A., Knogge, W., Douchkov, D., Schweizer, P., Seiffert, U. HyphArea-Automated analysis of spatiotemporal fungal patterns. Journal of Plant Physiology. 168 (1), 72-78 (2011).
- Barry, D. J., Williams, G. A., Chan, C. Automated analysis of filamentous microbial morphology with AnaMorf. Biotechnology Progress. 31 (3), 849-852 (2015).
