Summary

Utvärdering av leverglukosproduktion i en polycystisk äggstockssyndrom musmodell

Published: March 05, 2022
doi:

Summary

Denna studie beskriver direkt mätning av lever glukos produktion i en polycystiskt äggstock syndrom mus modell genom att använda en stabil isotopisk glukos tracer via svans ven i både fasta och glukos-rika stater i tandem.

Abstract

Polycystiskt ovariesyndrom (PCOS) är en vanlig sjukdom som resulterar i störningar i glukosmetabolismen, såsom insulinresistens och glukosintolerans. Dysreglerad glukosmetabolism är en viktig manifestation av sjukdomen och är nyckeln till dess patogenes. Därför är studier som involverar utvärdering av glukosmetabolism i PCOS av yttersta vikt. Mycket få studier har kvantifierat lever glukosproduktion direkt i PCOS-modeller med icke-radioaktiva glukosspårare. I denna studie diskuterar vi steg-för-steg instruktioner för kvantifiering av graden av lever glukos produktion i en PCOS musmodell genom att mäta M +2 berikning av [6,6-2H2]glukos, en stabil isotopisk glukos tracer, via gas kromatografi – masspektrometri (GCMS). Denna procedur innebär skapandet av stabil isotopisk glukosspårare lösning, användning av svansveter kateter placering och infusion av glukosspåraren i både fasta och glukosrika tillstånd i samma mus i tandem. Berikningen av [6,6-2H2]glukos mäts med pentaacetatderivat i GCMS. Denna teknik kan tillämpas på en mängd olika studier som involverar direkt mätning av graden av lever glukosproduktion.

Introduction

Polycystiskt ovariesyndrom (PCOS) är en vanlig sjukdom som förekommer hos 12-20% av reproduktiva kvinnor1,2. det är en komplex sjukdom som resulterar i varierande fenotyper som omfattar polycystiska äggstockar, oregelbundna menstruationer och kliniska eller laboratorium bevis på hyperandrogenemia, och diagnostiseras vanligtvis när en kvinna uppfyller två av de tre kriterierna3. En dominerande aspekt av PCOS, och en nyckelfaktor i dess patogenes, är metaboliska derangements som finns hos kvinnor som har sjukdomen. Kvinnor med PCOS har högre förekomster av insulinresistens, glukosintolerans, fetma och metaboliskt syndrom3,4,5,6. Insulinresistens är inte bara en manifestation av sjukdomen, men det tros bidra till dess patogenes genom att förstärka verkan av luteiniserande hormon i äggstocken och därmed leda till ökad androgenproduktion7,8. Insulinresistens tros ha flera möjliga ursprung men studier tyder på att det kan bero på onormala mönster av insulinreceptorsignalering9,10. Studier har utvärderat insulinresistens hos PCOS-patienter med hjälp av guldstandardtekniken hyperinsulinisk-euglykemisk klämma11,12,13,14,15. Kvinnor med PCOS, oavsett BMI, har högre nivåer av insulinresistens jämfört med kontroller. Insulinkontrollen över glukosproduktionen är nedsatt vid störningar i insulinresistens som leder till överdriven glukosproduktion. Till exempel har diabetiker patienter ökad frekvens av glukoneogenes och nedsatt undertryckande av glykogenolys16. Dessutom har nedsatt undertryckande av glukosproduktionen observerats hos diabetiker råttor17. Även om klämstudier kan ge en mätning av insulinresistens, fokuserar få studier i PCOS på direkt mätning av glukosproduktion i fasta och matade tillstånd. Detta kräver användning av en icke-radioaktiv isotopisk glukosspårare infusion och mätning via masspektrometri.

Djurmodeller har använts i stor utsträckning i PCOS-forskning. Både mager och överviktig PCOS murine modeller har skapats genom att administrera androgener prenatally, prepubertally, eller post-pubertally18. Gnagare PCOS-modeller visar också metaboliska skillnader jämfört med deras respektive kontroller. Tidigare data från vårt labb visat onormal glukos tolerans tester (GTT) i PCOS mus modeller (mager och överviktig), överensstämmer med mänskliga PCOS litteratur19. Användning av en mager och överviktig djurmodell möjliggör ytterligare undersökning av metaboliska skillnader. Specifikt tillåter denna modell utvärdering av glukosproduktionens hastighet direkt med isotopiska glukosspårare. En av de vanligaste stabila isotopiska glukosspåraren är [6,6-2H2]glukos. [6,6-2H2]glukosberikning kan mätas med hjälp av ett pentaacetatderivat som tidigare beskrivits20.

I denna studie var vårt mål att mäta hastigheten på lever glukosproduktion i fasta och glukos-rikt tillstånd i PCOS möss med hjälp av isotopisk glukos infusion. Dessa tekniker kan tillämpas på ett brett spektrum av experiment som involverar glukoskinetik.

Protocol

Alla djurprocedurer godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) vid Baylor College of Medicine. 1. Beredning av [6,6-2H2]glukos En dag före proceduren, förbered den stabila isotop glukosspåraren i normal saltlösning. För detta experiment användes [6,6-2H2]glukos som en spårämne för att mäta plasma glukos utseende.OBS: I detta experiment mättes glukosproduktion under fasta och glukosrika …

Representative Results

Med hjälp av tidigare beskrivna isotop utspädningsekvationer beräknades den totala plasma glukoshastigheten (glukosRa) från M +2 berikning av [6,6-2H2]glukos i fasta och glukos-rika villkor med hjälp av pentaacetate derivat21. Under steady-state förhållanden antas det att glukosens utseende är lika med graden av försvinnande av glukos. I kontrollgruppen var den totala glukosRa 19,98 ± 2,53 mg/(kg·min) efter 6 h fasta och 25,80 ± 1,76 mg/(kg·…

Discussion

Hyperglykemi och onormal glukosmetabolism/homeostas är funktioner i PCOS. Blodsockernivån upprätthålls av en kombination av glukos från kost- och glukosproduktion via glykogenolys och glukoneogenes och glykogenes, under kontroll av hormon och enzymer. Lever glukosproduktion undertrycks av närvaron av ökade cirkulerande glukosnivåer. Vid störningar av onormal glukosmetabolism äventyras regleringen av undertryckandet av glukosproduktionen vilket leder till hyperglykemi. Medan många studier har visat ind…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av utbildningsbidrag från institutionen för obstetrik och gynekologi, Baylor College of Medicine (ALG) och R-01 forskningsanslag (Anslag # DK114689) för CSB, SC och JM från National Institutes of Health.

Materials

0.9% sodium chloride solution McKesson 275595
10 mL BD Luer-Lok tip syringe VWR 75846-756 Two syringes per animal (one for isotopic glucose solution, one for glucose-rich isotopic solution)
1-inch clear transpore tape 3M 70200400169
1-inch Labeling tape Fisher GS07F161BA Brand is example
5 mL syringe containing heparanized saline flush McKesson 191-MIH-2235 One can also prepare a heparin flush solution (10 units/mL heparin in 0.9% sodium chloride)
5 mm Medipoint Goldenrod animal lancets Fisher Scientific NC9891620 5 mm if animal is between 2 and 6 months
Acetone Sigma-Aldrich 650501
Advanced hot plate stirrer VWR 97042-602 Brand is example
BD 27 gauge 0.5 inch needles Health Warehouse A283952
BD 30 gauge 0.5 inch needles Medvet 305106
BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm VWR 63019-004
BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm VWR 63019-004
Beaker, 1000 mL Any brand
Caging pellets
Clear VOA glass vials with closed-top cap Fisher Scientific 05-719-120 For storage of acetone and blood draw samples
Copper toothless alligator clamp for tourniquet Amazon Any Brand; smooth toothless alligator clips made of solid copper
D-(+)-glucose >99.5% Sigma-Aldrich G8270
D-glucose (6,6-D2, 99%) Cambridge Isotope Laboratories, Inc. DLM-349-PK
Dow Corning silastic tubing 0.3 mm ID x 0.64 mm OD VWR 62999-042
Magnifying glass Amazon Any brand; similar to LANCOSC Magnifying Glass with Light and Stand
Microbalance Ohaus Adventurer Pro AV264C Any similar model with 0.0001g accuracy can be used
Nalgene bottle, 500 mL Sigma-Aldrich B0158-12EA Or any Similar brand; saw in half (including lid) and cut tail-sized notch in the bottom
PHD Ultra multi-syringe pump Harvard Apparatus 70-3024A
Plexiglass sheet Any brand; to stabalize mouse during catheter insertion
Plexiglass sheets and dividers Any brand; used to cage mice during infusion

Referências

  1. March, W. A., et al. The prevalence of polycystic ovary syndrome in a community sample assessed under contrasting diagnostic criteria. Human Reproduction. 25 (2), 544-551 (2009).
  2. Yildiz, B. O., et al. Prevalence, phenotype and cardiometabolic risk of polycystic ovary syndrome under different diagnostic criteria. Human Reproduction. 27 (10), 3067-3073 (2012).
  3. . Revised 2003 consensus on diagnostic criteria and long-term health risks related to polycystic ovary syndrome. Fertility and Sterility. 81 (1), 19-25 (2004).
  4. Goodarzi, M. O., et al. Polycystic ovary syndrome: etiology, pathogenesis and diagnosis. Nature Reviews. Endocrinology. 7 (4), 219-231 (2011).
  5. Azziz, R. Introduction: Determinants of polycystic ovary syndrome. Fertility and Sterility. 106 (1), 4-5 (2016).
  6. Baskind, N. E., Balen, A. H. Hypothalamic-pituitary, ovarian and adrenal contributions to polycystic ovary syndrome. Best Practice and Research. Clinical Obstetrics & Gynaecology. 37, 80-97 (2016).
  7. Burghen, G. A., Givens, J. R., Kitabchi, A. E. Correlation of hyperandrogenism with hyperinsulinism in polycystic ovarian disease. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 50 (1), 113-116 (1980).
  8. Bremer, A. A. Polycystic ovary syndrome in the pediatric population. Metabolic Syndrome and Related Disorders. 8 (5), 375-394 (2010).
  9. Dunaif, A., et al. Excessive insulin receptor serine phosphorylation in cultured fibroblasts and in skeletal muscle. A potential mechanism for insulin resistance in the polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Investigation. 96 (2), 801-810 (1995).
  10. Højlund, K., et al. Impaired insulin-stimulated phosphorylation of Akt and AS160 in skeletal muscle of women with polycystic ovary syndrome is reversed by pioglitazone treatment. Diabetes. 57 (2), 357-366 (2008).
  11. Moghetti, P., et al. Divergences in insulin resistance between the different phenotypes of the polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 98 (4), 628-637 (2013).
  12. Ovalle, F., Azziz, R. Insulin resistance, polycystic ovary syndrome, and type 2 diabetes mellitus. Fertility and Sterility. 77 (6), 1095-1105 (2002).
  13. Dunaif, A., et al. Profound peripheral insulin resistance, independent of obesity, in polycystic ovary syndrome. Diabetes. 38 (9), 1165-1174 (1989).
  14. Hutchison, S. K., et al. Effects of exercise on insulin resistance and body composition in overweight and obese women with and without polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Endocrinology Metabolism. 96 (1), 48-56 (2011).
  15. Stepto, N. K., et al. Women with polycystic ovary syndrome have intrinsic insulin resistance on euglycaemic-hyperinsulaemic clamp. Human Reproduction. 28 (3), 777-784 (2013).
  16. Basu, R., Schwenk, W. F., Rizza, R. A. Both fasting glucose production and disappearance are abnormal in people with "mild" and "severe" type 2 diabetes. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 287 (1), 55-62 (2004).
  17. Blesson, C. S., et al. Sex dependent dysregulation of hepatic glucose production in lean Type 2 diabetic rats. Frontiers in Endocrinology. 10, 538 (2019).
  18. Caldwell, A. S., et al. Characterization of reproductive, metabolic, and endocrine features of polycystic ovary syndrome in female hyperandrogenic mouse models. Endocrinology. 155 (8), 3146-3159 (2014).
  19. Chappell, N. R., et al. Prenatal androgen induced lean PCOS impairs mitochondria and mRNA profiles in oocytes. Endocrine Connections. 9 (3), 261-270 (2020).
  20. Chacko, S. K., et al. Measurement of gluconeogenesis using glucose fragments and mass spectrometry after ingestion of deuterium oxide. Journal of Applied Physiology. 104 (4), 944-951 (2008).
  21. Bier, D. M., et al. Measurement of "true" glucose production rates in infancy and childhood with 6,6-dideuteroglucose. Diabetes. 26 (11), 1016-1023 (1977).
  22. Chacko, S. K., Sunehag, A. L. Gluconeogenesis continues in premature infants receiving total parenteral nutrition. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 95 (6), 413-418 (2010).
  23. Chacko, S. K., et al. Effect of ghrelin on glucose regulation in mice. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 302 (9), 1055-1062 (2012).
  24. Marini, J. C., Lee, B., Garlick, P. J. Non-surgical alternatives to invasive procedures in mice. Laboratory Animals. 40 (3), 275-281 (2006).
  25. Jacobs, J. D., Hopper-Borge, E. A. Carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51917 (2014).
  26. Ayala, J. E., et al. Hyperinsulinemic-euglycemic clamps in conscious, unrestrained mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (57), e3188 (2011).
  27. Kmiotek, E. K., Baimel, C., Gill, K. J. Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (70), e3739 (2012).
  28. Marini, J. C., Lee, B., Garlick, P. J. In vivo urea kinetic studies in conscious mice. The Journal of Nutrition. 136 (1), 202-206 (2006).
  29. Choukem, S. -. P., Gautier, J. -. F. How to measure hepatic insulin resistance. Diabetes Metabolism. 34 (6), 664-673 (2008).

Play Video

Citar este artigo
Gannon, A. L., Chacko, S. K., Didelija, I. C., Marini, J. C., Blesson, C. S. Evaluation of Hepatic Glucose Production in a Polycystic Ovary Syndrome Mouse Model. J. Vis. Exp. (181), e62991, doi:10.3791/62991 (2022).

View Video