Summary

इलेक्ट्रॉन क्रिस्टलोग्राफिक अध्ययन के लिए लिपिड मोनोलेयर विधि का उपयोग करके नमूना तैयारी

Published: November 20, 2021
doi:

Summary

दशकों से संरचनात्मक अध्ययनों के लिए दो आयामी (2डी) प्रोटीन क्रिस्टल बनाने के लिए लिपिड मोनोलेयर का उपयोग एक नींव के रूप में किया गया है। वे एयर-वॉटर इंटरफेस पर स्थिर हैं और इलेक्ट्रॉन इमेजिंग के लिए एक पतली सहायक सामग्री के रूप में काम कर सकते हैं। यहां हम जैविक अध्ययन के लिए लिपिड मोनोलेयर तैयार करने पर सिद्ध कदम प्रस्तुत करते हैं।

Abstract

इलेक्ट्रॉन क्रिस्टलोग्राफी उच्च संकल्प संरचना निर्धारण के लिए एक शक्तिशाली उपकरण है। घुलनशील या झिल्ली प्रोटीन जैसे मैक्रोमॉलिक्यूल्स को अनुकूल परिस्थितियों में अत्यधिक आदेशित दो-आयामी (2डी) क्रिस्टल में उगाया जा सकता है। उगाए गए 2डी क्रिस्टल की गुणवत्ता 2डी इमेज प्रोसेसिंग के माध्यम से अंतिम पुनर्निर्माण के समाधान के लिए महत्वपूर्ण है। इन वर्षों में, लिपिड मोनोलेयर का उपयोग परिधीय झिल्ली प्रोटीन के साथ-साथ घुलनशील प्रोटीन के 2डी क्रिस्टलीकरण को बढ़ावा देने के लिए एक सहायक परत के रूप में किया गया है। इस विधि को अभिन्न झिल्ली प्रोटीन के 2डी क्रिस्टलीकरण पर भी लागू किया जा सकता है लेकिन मोनोलेयर को विभाजन को बढ़ावा देने के लिए डिटर्जेंट और डायलिसिस की स्थिति निर्धारित करने के लिए अधिक व्यापक अनुभवजन्य जांच की आवश्यकता होती है। हवा-पानी इंटरफेस पर एक लिपिड मोनोलेयर रूपों जैसे कि ध्रुवीय लिपिड सिर समूह जलीय चरण में हाइड्रेटेड रहते हैं और गैर-ध्रुवीय, एसील चेन, हवा में पूंछ विभाजन, सतह तनाव को तोड़ते हैं और पानी की सतह को सपाट करते हैं। हेड ग्रुप्स की आवेशित प्रकृति या विशिष्ट रासायनिक मोइटीज समाधान में प्रोटीन के लिए आत्मीयता प्रदान करते हैं, 2डी सरणी गठन के लिए बाध्यकारी को बढ़ावा देते हैं। 2डी सरणी के साथ एक नवगठित मोनोलेयर को क्रिस्टलीय सरणी को उठाने और समर्थन देने के लिए उपयोग किए जाने वाले कार्बन-लेपित कॉपर ग्रिड पर इलेक्ट्रॉन माइक्रोस्कोप (ईएम) में आसानी से स्थानांतरित किया जा सकता है। इस काम में, हम क्रायोजेनिक इलेक्ट्रॉन माइक्रोस्कोपिक (क्रायो-ईएम) इमेजिंग के लिए एक लिपिड मोनोलेयर पद्धति का वर्णन करते हैं।

Introduction

प्रोटीन के 2डी क्रिस्टल या पेचिक सरणी के माध्यम से इलेक्ट्रॉन विवर्तन अनुकूल मामलों में उप-नैनोमीटर संकल्प प्राप्त कर सकता है1,2,3. विशेष रुचि के अपने निकट देशी वातावरण में 2डी झिल्ली प्रोटीन सरणी या क्रिस्टल का पुनर्गठन कर रहे हैं1. क्योंकि एक क्रिस्टल विशिष्ट स्थानिक आवृत्तियों पर संरचनात्मक कारकों की तीव्रता को बढ़ाने के संकेत एम्पलीफायर के रूप में कार्य करता है, इलेक्ट्रॉन क्रिस्टलोग्राफी एकल कण क्रायो-ईएम के लिए उन लोगों की तुलना में उच्च संकल्पों, जैसे छोटे अणुओं पर एक छोटे आकार के साथ एक लक्ष्य की जांच करने की अनुमति देता है। इलेक्ट्रॉन बीम को प्रोटीन की एक आदेशित 2डी सरणी द्वारा डिफ्रैक्ट किया जा सकता है, जो डिटेक्टर4पर छवि विमान के आधार पर एक विवर्तन पैटर्न या जाली छवि उत्पन्न करता है। इसके बाद डिफ्रेक्ट की गई तीव्रता को निकाला जा सकता है और क्रिस्टल की 2डी प्रक्षेपण संरचना को पुनर्निर्मित करने के लिए संसाधित किया जा सकता है। इलेक्ट्रॉनों में एक्स-रे की तुलना में एक बड़ा बिखरने वाला क्रॉस-सेक्शन होता है और इसका बिखराव ज्यादातर अणु5में इलेक्ट्रॉनों और आवेशित परमाणुओं के बीच कूलोम इंटरैक्शन के आधार पर रदरफोर्ड मॉडल का अनुसरण करता है । 2डी झिल्ली क्रिस्टल की मोटाई आमतौर पर 100 एनएम से कम होती है, जो नमूना6के भीतर होने वाले गतिशील बिखरने के बिना इलेक्ट्रॉन संचरण के लिए उपयुक्त होती है। इलेक्ट्रॉन क्रिस्टलीय अध्ययनों को झिल्ली प्रोटीन और लिपिड-प्रोटीन इंटरैक्शन 7 ,8,9,10, 11, 12, 13, 14,15,16,17की उच्च-संकल्प संरचनात्मक जानकारी की जांच करने के लिए एक शक्तिशाली उपकरण के रूप में दिखाया गया है।

एक लिपिड मोनोलेयर एक एकल लिपिड परत है जो एयर-वॉटर इंटरफेस6पर घने पैक किए गए फॉस्फोलिपिड से बना होता है, जो घुलनशील प्रोटीन या परिधीय झिल्ली प्रोटीन18के लिए 2D सरणी गठन में सहायता कर सकता है। लिपिड के घनत्व और उनके पार्श्व दबाव के आधार पर, लिपिड अणु हवा-पानी के इंटरफ़ेस पर एक आदेशित 2डी सरणी बना सकते हैं, जिसमें उनकी एसील चेन हवा में फैली हुई और जलीयसमाधान1,6,19में उजागर हाइड्रोफिलिक हेडग्रुप्स हो सकते हैं। लिपिड हेडग्रुप इलेक्ट्रोस्टैटिक इंटरैक्शन के माध्यम से प्रोटीन के साथ बातचीत कर सकता है या एक विशिष्ट प्रोटीन डोमेन को बांधने के लिए एक आत्मीयता टैग प्रदान करने के लिए संशोधित किया जा सकता है। उदाहरण के लिए, कुत्तों-एनटीए-नी (1,2-डाइलियोल-एसएन-ग्लिसेरो-3-[(एन-(5-अमीनो-1-कार्बोक्सीपेन्टाइल) इमिनो डायेमेटिक एसिड) succinyl]2-Ni 2 +)का उपयोग अक्सर एक लिपिड मोनोलेयर बनाने में किया जाता है ताकि प्रोटीन को पॉली-हिस्टिडीन टैग20,21,222के साथ बांधा जा सके । इसके अलावा, हैजा टॉक्सिन बी23, 24के लिए लिपिड मोनोलेयर में गैंगलियोसाइड जीएम1 के एक विशेष पेंटासैचराइड को बांध सकता है। लिपिड हेडग्रुप पर प्रोटीन को एंकर करके, लिपिड मोनोलेयर 2डी सरणी के गठन में सहायता कर सकता है जो उच्च-रिज़ॉल्यूशन इलेक्ट्रॉन क्रिस्टलीय अध्ययनों के लिए पतले हैं। प्रोटीन के संरचनात्मक अध्ययन के लिए इलेक्ट्रॉन क्रिस्टलोग्राफी में लिपिड मोनोलेयर तकनीक का उपयोग किया गया है, जैसे स्ट्रेप्टाविडिन2,25,एनेक्सिन वी26,हैजा टॉक्सिन27, ई कोलाई जायरास बी सबयूनिट28, ई कोलाई आरएनए पॉलीमरेज25,29,30,कार्क्सीसोम शेल प्रोटीन31 और एचआईवी-132 और मोलोनी मुरीन ल्यूकेमिया वायरस के कैप्सिड प्रोटीन 33लिपिड मोनोलेयर की स्थिरता और रासायनिक संपत्ति के कारण, क्रायो-ईएम इमेजिंग34के लिए नमूना तैयार करने के लिए विभिन्न अनुप्रयोगों का पता लगाया गया है। हालांकि, प्रोटीन सरणी गठन के लिए अनुकूलन की आवश्यकता होगी।

यहां, हम क्रायो-ईएम इमेजिंग के लिए लिपिड मोनोलेयर की सामान्य तैयारी और कुछ विचारों का व्यापक विवरण प्रदान करते हैं जो गठित मोनोलेयर की गुणवत्ता को प्रभावित कर सकते हैं।

Protocol

1. टेफ्लॉन ब्लॉक तैयारी रासायनिक प्रतिरोधी पीटीएफई (पॉलीटेट्राफ्लोरोएथिलीन) राल से टेफ्लॉन ब्लॉक तैयार करें। एक सामान्य ड्रिल का उपयोग करके ब्लॉक पर छेद करें जिसके बाद चित्र 1मे?…

Representative Results

ईएम ग्रिड पर जमा एक लिपिड मोनोलेयर को बिना धुंधला किए ट्रांसमिशन इलेक्ट्रॉन माइक्रोस्कोप (ईएम) के तहत कल्पना की जा सकती है। मोनोलेयर उपस्थिति बीम पथ में किसी भी नमूने के बिना क्षेत्र से विपरीत अंतर से ?…

Discussion

एक लिपिड मोनोलेयर एक शक्तिशाली उपकरण है जो जैविक मैक्रोमॉलिक्यूल्स के संरचनात्मक अध्ययन के लिए बड़े 2डी क्रिस्टल के विकास की सुविधा प्रदान करता है। वायु-जल इंटरफ़ेस पर एक बरकरार लिपिड मोनोलेयर को सफ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

इस पांडुलिपि की तैयारी आंशिक रूप से अमेरिकी सेना अनुसंधान कार्यालय (W911NF2010321) और एरिजोना राज्य विश्वविद्यालय स्टार्टअप फंड द्वारा पी-एल.C के लिए समर्थित था ।

Materials

14:0 PC (DMPC) Avanti Lipids 850345 1,2-dimyristoyl-sn-glycero-3-phosphocholine,
1 x 25 mg, 10 mg/mL, 2.5 mL
Bulb for small pipets Fisher Scientific 03-448-21
Chloroform Sigma-Aldrich C2432
Desiccator vacuum Southern Labware 55207
EM grids Electron Microscopy Sciences CF413-50 CF-1.2/1.3-4C 1.2 µm hole, 1.3 µm space
Filter paper GE Healthcare Life Sciences 1001-090 Diameter 90 mm
Glass Pasteur pipets Fisher Scientific 13-678-20A
Hamilton syringe (25 µL) Hamilton Company 80465
Hamilton syringe (250 µL) Hamilton Company 81165
Hamilton syringe (5 µL) Hamilton Company 87930
Hamilton syringe (500 µL) Hamilton Company 203080
Methanol Sigma-Aldrich M1775-1GA
Petri dish VWR 25384-342 100 mm × 15 mm
Teflon block Grainger 55UK05 60 µL wells with side injection ports, manually made
Tweezers Electron Microscopy Sciences 78325 Various styles
Ultra-pure water
Ultrasonic cleaner VWR 97043-996

Referências

  1. Raunser, S., Walz, T. Electron crystallography as a technique to study the structure on membrane proteins in a lipidic environment. Annual Review of Biophysics. 38 (1), 89-105 (2009).
  2. Avila-Sakar, A. J., Chiu, W. Visualization of beta-sheets and side-chain clusters in two-dimensional periodic arrays of streptavidin on phospholipid monolayers by electron crystallography. Biophysical Journal. 70 (1), 57-68 (1996).
  3. Braun, T., Engel, A. Two-dimensional electron crystallography. Nature Encyclopedia of Life Sciences. , (2004).
  4. Wang, H. -. W., Wang, J. -. W. How cryo-electron microscopy and X-ray crystallography complement each other. Protein Science: a publication of the Protein Society. 26 (1), 32-39 (2017).
  5. Williams, D. B., Carter, C. B. . Transmission electron microscopy. , (2016).
  6. Abeyrathne, P. D., et al. 1.15 Analysis of 2-D Crystals of Membrane Proteins by Electron Microscopy. Comprehensive Biophysics. , 277-310 (2012).
  7. Muller, M. P., et al. Characterization of Lipid-Protein Interactions and Lipid-Mediated Modulation of Membrane Protein Function through Molecular Simulation. Chemical Reviews. 119 (9), 6086-6161 (2019).
  8. Martínez-Ballesta, M. D. C., Carvajal, M. Mutual Interactions between Aquaporins and Membrane Components. Frontiers in Plant Science. 7, 1322 (2016).
  9. Hite, R. K., Chiu, P. -. L., Schuller, J. M., Walz, T. Effect of lipid head groups on double-layered two-dimensional crystals formed by aquaporin-0. PloS One. 10 (1), 0117371 (2015).
  10. Murata, K., et al. Structural determinants of water permeation through aquaporin-1. Nature. 407 (6804), 599-605 (2000).
  11. Schenk, A. D., et al. The 4.5 A structure of human AQP2. Journal of Molecular Biology. 350 (2), 278-289 (2005).
  12. Gonen, T., et al. Lipid-protein interactions in double-layered two-dimensional AQP0 crystals. Nature. 438 (7068), 633-638 (2005).
  13. Hiroaki, Y., et al. Implications of the aquaporin-4 structure on array formation and cell adhesion. Journal of Molecular Biology. 355 (4), 628-639 (2006).
  14. Gonen, T., Sliz, P., Kistler, J., Cheng, Y., Walz, T. Aquaporin-0 membrane junctions reveal the structure of a closed water pore. Nature. 429 (6988), 193-197 (2004).
  15. Chiu, P. -. L., et al. The structure of the prokaryotic cyclic nucleotide-modulated potassium channel MloK1 at 16 A resolution. Structure. 15 (9), 1053-1064 (2007).
  16. Kowal, J., et al. Ligand-induced structural changes in the cyclic nucleotide-modulated potassium channel MloK1. Nature Communications. 5, 3106 (2014).
  17. Walz, T., Grigorieff, N. Electron Crystallography of Two-Dimensional Crystals of Membrane Proteins. Journal of Structural Biology. 121 (2), 142-161 (1998).
  18. Yeager, M., Dryden, K. A., Ganser-Pornillos, B. K. Lipid monolayer and sparse matrix screening for growing two-dimensional crystals for electron crystallography: methods and examples. Methods in Molecular Biology. 955, 527-537 (2013).
  19. Pal, S. Chapter 6 – Structure analysis and visualization. Fundamentals of Molecular Structural Biology. , 119-147 (2020).
  20. Frey, W., et al. Two-dimensional protein crystallization via metal-ion coordination by naturally occurring surface histidines. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (10), 4937-4941 (1996).
  21. Kubalek, E. W., Le Grice, S. F., Brown, P. O. Two-dimensional crystallization of histidine-tagged, HIV-1 reverse transcriptase promoted by a novel nickel-chelating lipid. Journal of Structural Biology. 113 (2), 117-123 (1994).
  22. Vénien-Bryan, C., et al. Structural study of the response regulator HupR from Rhodobacter capsulatus. Electron microscopy of two-dimensional crystals on a nickel-chelating lipid. Journal of Molecular Biology. 274 (5), 687-692 (1997).
  23. Merritt, E. A., Sarfaty, S., vanden Akker, F., L’Hoir, C., Martial, J. A., Hol, W. G. Crystal structure of cholera toxin B-pentamer bound to receptor GM1 pentasaccharide. Protein Science: a publication of the Protein Society. 3 (2), 166-175 (1994).
  24. Mosser, G., Mallouh, V., Brisson, A. A 9 A two-dimensional projected structure of cholera toxin B-subunit-GM1 complexes determined by electron crystallography. Journal of Molecular Biology. 226 (1), 23-28 (1992).
  25. Edwards, A. M., Darst, S. A., Hemming, S. A., Li, Y., Kornberg, R. D. Epitaxial growth of protein crystals on lipid layers. Nature Structural Biology. 1 (3), 195-197 (1994).
  26. Olofsson, A., Mallouh, V., Brisson, A. Two-dimensional structure of membrane-bound annexin V at 8 A resolution. Journal of Structural Biology. 113 (3), 199-205 (1994).
  27. Ribi, H. O., Ludwig, D. S., Mercer, K. L., Schoolnik, G. K., Kornberg, R. D. Three-dimensional structure of cholera toxin penetrating a lipid membrane. Science. 239 (4845), 1272-1276 (1988).
  28. Celia, H., et al. Three-dimensional model of Escherichia coli gyrase B subunit crystallized in two-dimensions on novobiocin-linked phospholipid films. Journal of Molecular Biology. 236 (2), 618-628 (1994).
  29. Darst, S. A., Kubalek, E. W., Kornberg, R. D. Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography. Nature. 340 (6236), 730-732 (1989).
  30. Schultz, P., et al. Structural study of the yeast RNA polymerase A. Electron microscopy of lipid-bound molecules and two-dimensional crystals. Journal of Molecular Biology. 216 (2), 353-362 (1990).
  31. Dryden, K. A., Crowley, C. S., Tanaka, S., Yeates, T. O., Yeager, M. Two-dimensional crystals of carboxysome shell proteins recapitulate the hexagonal packing of three-dimensional crystals. Protein Science: a publication of the Protein Society. 18 (12), 2629-2635 (2009).
  32. Barklis, E., McDermott, J., Wilkens, S., Fuller, S., Thompson, D. Organization of HIV-1 capsid proteins on a lipid monolayer. The Journal of BIOLOGICAL CHemistry. 273 (13), 7177-7180 (1998).
  33. Barklis, E., et al. Structural analysis of membrane-bound retrovirus capsid proteins. The EMBO Journal. 16 (6), 1199-1213 (1997).
  34. Kelly, D. F., Dukovski, D., Walz, T. Monolayer purification: a rapid method for isolating protein complexes for single-particle electron microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (12), 4703-4708 (2008).
  35. Reis, A., Rudnitskaya, A., Blackburn, G. J., Mohd Fauzi, N., Pitt, A. R., Spickett, C. M. A comparison of five lipid extraction solvent systems for lipidomic studies of human LDL. Journal of Lipid Research. 54 (7), 1812-1824 (2013).
  36. Ueda, E. K. M., Gout, P. W., Morganti, L. Current and prospective applications of metal ion-protein binding. Journal of Chromatography. A. 988 (1), 1-23 (2003).
  37. Dietrich, J., nien-Bryan, C. . Strategies for Two-dimensional Crystallization of Proteins Using Lipid Monolayers. , (2005).
  38. Kuang, Q., Purhonen, P., Hebert, H. Two-Dimensional Crystallization Procedure, from Protein Expression to Sample Preparation. BioMed Research International. 2015, 693869 (2015).
  39. De Zorzi, R., Nicholson, W. V., Guigner, J. -. M., Erne-Brand, F., Vénien-Bryan, C. Growth of large and highly ordered 2D crystals of a K+ channel, structural role of lipidic environment. Biophysical Journal. 105 (2), 398-408 (2013).
  40. Johnson, M. C., Schmidt-Krey, I. Two-dimensional crystallization by dialysis for structural studies of membrane proteins by the cryo-EM method electron crystallography. Methods in Cell Biology. 113, 325-337 (2013).
  41. Rémigy, H. -. W., Caujolle-Bert, D., Suda, K., Schenk, A., Chami, M., Engel, A. Membrane protein reconstitution and crystallization by controlled dilution. FEBS Letters. 555 (1), 160-169 (2003).
  42. Braun, T., Kaufmann, T. C., Rémigy, H., Engel, A. Two-dimensional Crystallization of Membrane Proteins. Encyclopedic Reference of Genomics and Proteomics in Molecular Medicine. , 1936-1942 (2006).
  43. Lebeau, L., Vénien-Bryan, C. Monolayer two-dimensional crystallization of membrane proteins. Methods in Molecular Biology. 955, 59-71 (2013).
  44. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta. 1666 (1-2), 105-117 (2004).
  45. Lebeau, L., et al. Two-dimensional crystallization of a membrane protein on a detergent-resistant lipid monolayer. Journal of Molecular Biology. 308 (4), 639-647 (2001).
check_url/pt/63015?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Truong, C. D., Williams, D. R., Zhu, M., Wang, J. C., Chiu, P. Sample Preparation using a Lipid Monolayer Method for Electron Crystallographic Studies. J. Vis. Exp. (177), e63015, doi:10.3791/63015 (2021).

View Video