Summary

Masseproduktion af entomopatogene svampe, Metarhizium robertsii og Metarhizium pinghaense til kommerciel anvendelse mod skadedyr

Published: March 31, 2022
doi:

Summary

Entomopatogene svampe har fået betydning som biologiske bekæmpelsesmidler for skadedyr i landbruget. I denne undersøgelse blev masseproduktionen af et tilstrækkeligt antal elastiske infektivende propaguler af sydafrikanske isolater af både Metarhizium robertsii og M. pinghaense til kommerciel anvendelse mod skadedyr med succes udført ved anvendelse af landbrugskornprodukter.

Abstract

Entomopatogene svampe i Metarhizium anisopliae artskomplekset har fået betydning som de biologiske bekæmpelsesmidler for landbrugsinsektskadedyr. Stigningen i skadedyrsresistens over for kemiske insekticider, den voksende bekymring over insekticidernes negative virkninger på menneskers sundhed og miljøforureningen fra pesticider har ført til en global indsats for at finde nye bæredygtige strategier for afgrødebeskyttelse og skadedyrsbekæmpelse. Tidligere er forsøg på at massekulturere sådanne entomopatogene svampe (EPF) arter som Beauveria bassiana blevet udført. Der er dog kun gjort begrænsede forsøg på at massedyre Metarhizium robertsii og M. pinghaense til brug mod skadedyr. Denne undersøgelse havde til formål at masseproducere et tilstrækkeligt antal modstandsdygtige infektiøs propaguler af sydafrikanske isolater af M. robertsii og M. pinghaense til kommerciel anvendelse. Tre landbrugskornprodukter, flager havre, flager byg og ris, blev brugt som EPF faste gæringssubstrater. To podningsmetoder, konidiale suspensioner og den flydende svampekultur af blastosporer blev brugt til at inokulere de faste substrater. Inokulation ved hjælp af konidiale suspensioner blev observeret at være relativt mindre effektiv, da der blev observeret øgede niveauer af kontaminering på de faste substrater i forhold til ved anvendelse af blastospore-podningsmetoden. Flaget havre viste sig ikke at være et egnet vækstsubstrat for både M. robertsii og M. pinghaense, da der ikke blev høstet tørre conidier fra substratet. Flaked byg viste sig at favorisere produktionen af M. robertsii conidia frem for M. pinghaense, og et gennemsnit på 1,83 g ± 1,47 g tør M. robertsii conidia og nul gram M. pinghaense conidia blev høstet fra substratet. Riskorn viste sig at favorisere den konidiale masseproduktion af både M. pinghaense og M. robertsii isolater, med et gennemsnit på 8,2 g ± henholdsvis 4,38 g og 6 g ± 2 g høstet fra substratet.

Introduction

Entomopatogene svampe (EPF) har fået betydning som plantebeskyttelsesmidler i den biologiske bekæmpelse af vigtige landbrugsinsektskadegørere 1,2. Entomopatogenerne, som forekommer naturligt i jorden, forårsager epizootier i populationerne af forskellige skadedyrsarter3. EpF-arterne er værtsspecifikke og udgør relativt få risici med hensyn til at angribe ikke-målarter, og de er ugiftige for miljøet4. EPF har en unik mekanisme til at invadere deres vært samt til at udbrede og fortsætte i deres umiddelbare miljø1. De angriber værten hovedsageligt gennem aseksuelle sporer, der fastgøres til og trænger ind i værtskutiklen for at invadere og sprede sig i værtshæmokølen. Værten dør til sidst på grund af udtømning af hæmolymfenæringsstofferne eller som følge af toksæmi forårsaget af de toksiske metabolitter frigivet af svampen. Efter døden, under ideelle miljøforhold, fremkommer svampen på den ydre overflade (åbenlys mykose) af værtskadaveren 5,6.

Voksende bekymring over de negative virkninger af kemiske rester på menneskers sundhed, miljøforurening og udviklingen af skadedyrsresistens har ført til den globale indsats for at reducere input af kemisk baserede insekticider og finde alternative, nye og bæredygtige strategier for afgrødebeskyttelse og skadedyrsbekæmpelse 6,7,8 . Dette har givet mulighed for at udvikle mikrobielt baserede insekticider til brug i Integrated Pest Management (IPM) programmer, som er mere økologisk gunstige strategier end konventionel kemisk bekæmpelse 3,8.

For at udvikle et vellykket mikrobielt bekæmpelsesmiddel til et landbrugsskadegører skal en egnet organisme først isoleres, karakteriseres, identificeres og dens patogenicitet for målskadegøreren bekræftes. Der kræves imidlertid en nem og omkostningseffektiv metode til storskalaproduktion af det mikrobielle agens for at fremstille et levedygtigt produkt til brug i biologiske bekæmpelsesprogrammer 9,10,11,12,13. Masseproduktion af betydelige mængder entomopatogener af god kvalitet afhænger af den mikrobielle stamme, miljøet, målskadegøreren, formuleringen, markedet, anvendelsesstrategien og det ønskede slutprodukt 14,15,16. EPF kan masseproduceres ved hjælp af flydende substratfermentering til fremstilling af blastosporer eller fermenteringsprocessen for fast substrat til fremstilling af luftkonidier 6,17,18. Masseproduktions- og formuleringsprocessen af entomopatoggener påvirker imidlertid direkte virulensen, omkostningerne, holdbarheden og felteffektiviteten af slutproduktet. For en vellykket anvendelse i IPM skal produktionsprocessen for entomopatogerne være let at køre, kræve minimal arbejdskraft, producere en høj udbyttekoncentration af virulente, levedygtige og vedvarende propaguler og være lav i omkostninger 4,13,14,16.

Forståelse af de ernæringsmæssige behov for entomopatogener er vigtig for massedyrkning med alle dyrkningsmetoder 4,12. De ernæringsmæssige komponenter i produktionsmediet har en betydelig indvirkning på egenskaberne ved de resulterende propaguler, herunder biokontroleffektivitet, udbytte, udtørringstolerance og persistens 8,19,20,21. Optimeringen af produktionsprocedurerne er designet til at imødegå sådanne faktorer22. For EPF er de vigtigste krav til god vækst, sporulation og masseproduktion af svampekonidier tilstrækkelig fugtighed, optimal væksttemperatur, pH, gasudveksling af CO2 ogO2 og ernæring, herunder gode fosfor-, kulhydrat-, kulstof- og nitrogenkilder18.

Jaronski og Jackson18 beskriver fermenteringsmetoden med fast substrat som den mest effektive og tætteste tilnærmelsesmetode til den naturlige proces til EPF-produktion i forhold til fermenteringsmetoden for flydende substrat, fordi svampekonidiumet under naturlige forhold bæres på faste oprejste strukturer, som overfladen af insektkadavere. Landbrugsprodukter og biprodukter, der indeholder stivelse, anvendes for det meste til masseproduktion af hypokrealeanske svampe, da svampene let nedbryder stivelse gennem udskillelse af stærkt koncentrerede hydrolytiske enzymer fra deres bindestregsspidser, for at trænge ind i det faste stof og for at få adgang til de næringsstoffer, der er til stede i stoffet 11,17,18,23 . Kornprodukterne stiller også krav til sund biomasseproduktion, fordi substraterne, når de hydreres og steriliseres, kan optage yderligere næringsstoffer fra ethvert flydende medium 16,18,24.

Tidligere forsøgte flere undersøgelser at massekulturere EPF-arter som Beauveria bassiana (Bals.) Vuil., Cordyceps fumosorosea (Wize) Kelper B. Shrestha & Spatafora, Verticillium lecanii (Zimm.) Viegas og nogle af Metarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokin artskompleks isolerer på forskellige substrater 16,23,24. Sådanne masseproducerede og kommercielt udviklede isolater omfatter Green Muscle® (stamme IMI 330189), udviklet fra M. anisopliae var Metarhizium acridum (Driver & Milner) J.F. Bisch, Rehner & Humber, Metarhizium 69 (Meta 69 stamme ICIPE69) og Real Metarhizium 69 (L9281), udviklet fra M. anisopliae, og bredbånd® (stamme PPRI 5339) og Eco-Bb®, udviklet fra B. bassiana25,26 . Der er dog gjort begrænsede forsøg på massekultur Metarhizium robertsii J.F. Bisch., S.A. Rehner & Humber og Metarhizium pinghaense Chen & Guo. Disse to isolater blev udvalgt i en tidligere undersøgelse som de mest effektive til bekæmpelse af mælkebuggen, Pseudococcus viburni Signoret (Hemiptera: Pseudococcidae)27. Derfor havde den nuværende undersøgelse til formål at formulere og masseproducere et tilstrækkeligt antal modstandsdygtige infektiøs propaguler af de lokale isolater af M. robertsii og M. pinghaense til kommerciel anvendelse mod skadedyr. Den faste substratfermenteringsmetode blev brugt til at masseproducere svampekonidierne for begge EPF-isolater. To EPF-podningsmetoder ved anvendelse af konidiale suspensioner og den flydende svampekultur af blastosporer blev anvendt til at inokulere de faste substrater.

Protocol

1. Kilde til svampestammer Brug sydafrikanske isolerede svampestammer af både M. pinghaense 5 HEID (GenBank tiltrædelsesnummer: MT367414/ MT895630) og M. robertsii 6EIKEN (MT378171/MT380849), indsamlet fra æbleplantager i Western Cape-provinsen, Sydafrika. Dyrkningskulturer af hvert EPF-isolat på 60 g Sabouraud dextrose agar medium, suppleret med 1 g gærekstrakt (SDAY) og 10 μL Streptomycin.BEMÆRK: Inkuber EPF-kulturer ved en kontrolleret temperat…

Representative Results

Et fald i indholdsmassen af kulturerne på ris for både M. pinghaense og M. robertsii blev observeret over tid under tørringsfasen af svampekulturerne, hvor der ikke blev observeret nogen eller lidt ændring i massen, når kulturerne var tørre (figur 5). Det høstede tørre svampekonidierpulver fra både M. pinghaense og M. robertsii er vist i figur 6. <img alt="F…

Discussion

Den vellykkede integration af mikrobielle agenser til biologisk bekæmpelse af vigtige landbrugsinsektskadegørere i et agroøkosystem afhænger af både succes og let masseproduktion af entomopatogenerne som det første skridt under laboratorieforhold. Masseproduktionen af EPF er vigtig for den store anvendelse og tilgængelighed af EPF-produkter til IPM-programmer, der bruger biologisk kontrol 9,10,11,12,13.<sup cla…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil gerne takke Hort Pome, Hort Stone og Technology and Human Resources for Industry Programme (THRIP: TP14062571871) for at finansiere projektet.

ORCID:
Letodi L. Mathulwe http://orcid.org/0000-0002-5118-3578

Antoinette P. Malan http://orcid.org/0000-0002-9257-0312

Nomakholwa F. Stokwe http://orcid.org/0000-0003-2869-5652

Materials

0.05% Tween 20 Lasec Added to conidial suspensions to allow fungal spores to mix with water
20 mL McCartney bottles Lasec Used to make conidial suspensions
Aluminium foil Used as a cover of the cotton wool plugs on 250-mL flask
Autoclave Used to sterilize materials and ingredients used for the conidia production process
Autoclave bags Lasec Fermentation bags or solid substrate containers
Autoclave tape Lasec To secure PVC pipes on the fermentation bags
Brown Kraft paper bags Used to dry conidia cultures on agricultural grains
Bunsen burnner Labnet (Labnet International, Inc.) Used to flame equipment (surgical blades,inoculating loops and rims of flasks)
Clear edge test sieve Used to separate fungal conidia from agricultural grain substrates
Corn steep liquor SIGMA 66071-94-1 Ingredient of the blastospore liquid medium
Cotton Wool Lasec Used as plug of the neck for fermentation bags
Duran laboratory bottles Neolab Used to autoclave SDA medium and distilled water
Electrical tape Used to tape and seal the sieve joints to prevent the escape of conidial dust
ENDECOTTS test sieve Used to separate fungal conidia from agricultural grain substrates
Erlenmeyer Flasks, Narrow neck,250-mL flask Lasec Carrier of the blastospore liquid medium
Ethanol (99%) Lasec Used to sterilize surgical blades and inoculating loops
Flaked barley Health Connection Wholefoods Agricultural grain used as a solid substrate growth medium for conidia of both M. pinghaense and M. robertsii
Flaked oats Tiger brands Agricultural grain used as a solid substrate growth medium for conidia of both M. pinghaense and M. robertsii
Glucose Merck Ingredient of the blastospore liquid medium
Growth Chamber/ incubators For growing fungal conidia culture
Haemocytometer Used to determine conidial concentrations
Inoculating loops Lasec For harvesting spores to innoculate liquid medium for blastospores growth
Kitchen rolling pin Used to manipulate the solid grain substrate bed
Laminar flow Cabinet ESCO Laminar Flow Cabinet Provide as sterile environment during substrate inoculation
Metarhizium pinghaense conidia Stellenbosch University 5HEID Cultures used to mass culture conidia of Metarhizium pinghaense
Metarhizium robertsii conidia Stellenbosch University 6EIKEN Cultures used to mass culture conidia of Metarhizium robertsii
Microscope ZEIZZ (Scope. A1) Used to determine conidial concentrations and conidial viability
Orbital shaker IncoShake- LABOTEC Used for the blastospore production process
Parboiled rice Spekko Agricultural grain used as a solid substrate growth medium for conidia of both M. pinghaense and M. robertsii
Penicillin-Streptomycin SIGMA Added to the SDA medium to prevent bacterial contamination
Petri-dishes Lasec Containers for the SDA medium
Pipettes and pipette tips Labnet (BioPette PLUS) Used to measure liquids ingredients
Polyvinylchloride Marley waste pipe Used to create a neck for the fermentation bag
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) SIGMA-ALDRICH Ingredient of the blastospore liquid medium
Rubber band Used to secure the secure the surgical paper over the fermentation bag PVC pipe necks
Sabaroud dextrose agar (SDA) NEOGEN Culture Media Medium used to culture spores of both Metarhizium pinghaense and Metarhizium robertsii
Sterile distilled water To hydrate agricultural grains, to make conidial suspensions
Sticky pad Used to secure the seives on the vibratory shaker
Surgical blade Lasec Used to scrape off spores from fungal cultures
Surgical paper Lasec Used to cover the PVC necks and cotton wool plugs of the fermentation bag
Vibratory shaker Used to shake conidia off the agricultural grain substrates
Vortex mixer Labnet (Labnet International, Inc.) Used to mix conidial suspensions in Mc Cartney bottles
Yeast extract Biolab Added to the SDA medium to improve spore germination and growth
Zipper-lock bags GLAD Used to to store harvested fungal conidia

Referências

  1. Shah, P. A., Pell, J. K. Entomopathogenic fungi as biological control agents. Applied Microbiology and Biotechnology. 61 (5), 413-423 (2003).
  2. Mathulwe, L. L., Malan, A. P., Stokwe, N. F. A review of the biology and control of the obscure mealybug, Pseudococcus viburni (Hemiptera: Pseudococcidae), with special reference to biological control using entomopathogenic fungi and nematodes. African Entomology. 29 (1), 1-16 (2020).
  3. Ibrahim, L., Laham, L., Touma, A., Ibrahim, S. Mass production, yield, quality, formulation and efficacy of entomopathogenic Metarhizium anisopliae conidia. Current Journal of Applied Science and Technology. 9 (5), 427-440 (2015).
  4. Banu, J. G., Rajalakshmi, S. Standardisation of media for mass multiplication of entomopathogenic fungi. Indian Journal of Plant Protection. 42 (1), 91-93 (2014).
  5. Roberts, D. W., Humber, R. A., Cole, G. T., Kendrick, W. B. Entomogenous fungi. Biology of Conidial Fungi. , 201-236 (1981).
  6. Feng, M. G., Poprawski, T. J., Khachatourians, G. G. Production, formulation and application of the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana for insect control. Current status. Biocontrol Science and Technology. 4 (1), 3-34 (1994).
  7. Karanja, L. W., Phiri, N. A., Oduor, G. I. Effect of different solid substrates on mass production of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae entomopathogens. The Proceedings of the12th KARI Biennial Scientific Conference. , 8-12 (2010).
  8. Prasad, C. S., Pal, R. Mass production and economics of entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae and Verticillium lecanii on agricultural and industrial waste. Scholars Journal of Agriculture and Veterinary Sciences. 1 (1), 28-32 (2014).
  9. Ehlers, R. U. Mass production of entomopathogenic nematodes for plant protection. Applied Microbiology and Biotechnology. 56 (5), 623-633 (2001).
  10. Pham, T. A., Kim, J. J., Kim, S. G., Kim, K. Production of blastospore of entomopathogenic Beauveria bassiana in a submerged batch culture. Mycobiology. 37 (3), 218-224 (2009).
  11. Bhadauria, B. P., Puri, S., Singh, P. K. Mass production of entomopathogenic fungi using agricultural products. The Bioscan. 7 (2), 229-232 (2012).
  12. Latifian, M., Rad, B., Amani, M. Mass production of entomopathogenic fungi Metarhizium anisopliae by using agricultural products based on liquid-solid diphasic method for date palm pest control. International Journal of Farming and Allied Sciences. 3 (4), 368-372 (2014).
  13. Agale, S. V., Gopalakrishnan, S., Ambhure, K. G., Chandravanshi, H., Gupta, R., Wani, S. P. Mass production of entomopathogenic fungi (Metarhizium anisopliae) using different grains as a substrate. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 7 (1), 2227-2232 (2018).
  14. Jackson, M. A. Optimizing nutritional conditions for the liquid culture production of effective fungal biological control agents. Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. 19 (3), 180-187 (1997).
  15. Deshpande, M. V. Mycopesticides production by fermentation. Potential and challenges. Critical Reviews in Microbiology. 25 (3), 229-243 (1999).
  16. Sahayaraj, K., Namasivayam, S. K. R. Mass production of entomopathogenic fungi using agricultural products and by products. African Journal of Biotechnology. 7 (12), 1907-1910 (2008).
  17. Feng, K. C., Liu, L. B., Tzeng, Y. M. Verticillium lecanii spore production in solid-state and liquid-state fermentations. Bioprocess Engineering. 23 (1), 25-29 (2000).
  18. Jaronski, S. T., Jackson, M. A., Lacey, L. A. Mass production of entomopathogenic Hypocreales. Manual of Techniques in Invertebrate Pathology 2nd edition. , 255-284 (2012).
  19. Vega, F. E., Jackson, M. A., Mercandier, G., Poprawski, T. J. The impact of nutrition on spore yields for various fungal entomopathogens in liquid culture. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 19 (4), 363-368 (2003).
  20. El Damir, M. Effect of growing media and water volume on conidial production of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae. Journal of Biological Sciences. 6 (2), 269-274 (2006).
  21. Pandey, A. K., Kanaujia, K. R. Effect of different grains as solid substrates on sporulation, viability and pathogenicity of Metarhizium anisopliae (Metschnikoff) Sorokin. Journal of Biological Control. 22 (2), 369-374 (2008).
  22. Kassa, A., et al. Whey for mass production of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae. Mycological Research. 112 (5), 583-591 (2008).
  23. Sharma, S., Gupta, R. B. L., Yadavam, C. P. S. Selection of a suitable medium for mass multiplication of entomofungal pathogens. Indian Journal of Entomology. 64 (3), 254-261 (2002).
  24. Bich, G. A., Castrillo, M. L., Villalba, L. L., Zapata, P. D. Evaluation of rice by-products, incubation time, and photoperiod for solid state mass multiplication of the biocontrol agents Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae. Agronomy Research. 16 (5), 1921-1930 (2018).
  25. Price, R. E., Müller, E. J., Brown, H. D., D’Uamba, P., Jone, A. A. The first trial of a Metarhizium anisopliae var. acridum mycoinsecticide for the control of the red locust in a recognised outbreak area. International Journal of Tropical Insect Science. 19 (4), 323-331 (1999).
  26. Hatting, J. L., Moore, S. D., Malan, A. P. Microbial control of phytophagous invertebrate pests in South Africa. Current status and future prospects. Journal of Invertebrate Pathology. 165, 54-66 (2019).
  27. Mathulwe, L. L., Malan, A. P., Stokwe, N. F. Laboratory screening of entomopathogenic fungi and nematodes for pathogenicity against the obscure mealybug, Pseudococcus viburni (Hemiptera: Pseudococcidae). Biocontrol Science and Technology. , (2021).
  28. Inglis, G. D., Enkerli, J., Goettel, M. S. Laboratory techniques used for entomopathogenic fungi: Hypocreales. Manual of Techniques in Invertebrate Pathology. , 189-253 (2012).
  29. Mehta, J., et al. Impact of carbon & nitrogen sources on the Trichoderma viride (Biofungicide) and Beauveria bassiana (entomopathogenic fungi). European Journal of Experimental Biology. 2 (6), 2061-2067 (2012).
  30. Burges, H. D. Formulation of mycoinsecticides. Formulation of Microbial Biopesticides. , 131-185 (1998).
check_url/pt/63246?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Mathulwe, L. L., Malan, A. P., Stokwe, N. F. Mass Production of Entomopathogenic Fungi, Metarhizium robertsii and Metarhizium pinghaense, for Commercial Application Against Insect Pests. J. Vis. Exp. (181), e63246, doi:10.3791/63246 (2022).

View Video