JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurociência

Optrode Array för samtidig optogenetisk modulering och elektrisk neural inspelning

Published: September 01, 2022
doi:
10.3791/63460
, , , , , , ,
1Department of Electronic and Electrical Engineering,Ewha Womans University, 2Graduate Program in Smart Factory,Ewha Womans University, 3Department of Electrical and Computer Engineering,Seoul National University, 4Graduate School of Engineering Practice,Seoul National University, 5Department of Brain and Cognitive Sciences,Ewha Womans University

Summary

Här presenterar vi tillverkningsmetoden för ett optrodsystem med optiska fibrer för ljusleverans och en elektroduppsättning för neural inspelning. In vivo-experiment med transgena möss som uttrycker channelrhodopsin-2 visar systemets genomförbarhet för samtidig optogenetisk stimulering och elektrofysiologisk registrering.

Abstract

Under det senaste decenniet har optogenetik blivit ett viktigt verktyg för undersökning av neural signalering på grund av dess unika förmåga till selektiv neural modulering eller övervakning. Eftersom specifika typer av neuronala celler kan modifieras genetiskt för att uttrycka opsinproteiner, möjliggör optogenetik optisk stimulering eller hämning av de valda neuronerna. Det har skett flera tekniska framsteg inom det optiska systemet för optogenetik. Nyligen föreslogs att kombinera den optiska vågledaren för ljusleverans med elektrofysiologisk inspelning för att samtidigt övervaka de neurala svaren på optogenetisk stimulering eller hämning. I denna studie utvecklades en implanterbar optroduppsättning (2×2 optiska fibrer) med inbäddade flerkanaliga elektroder.

En lysdiod (LED) användes som ljuskälla, och en mikrofabricerad mikrolinsuppsättning integrerades för att ge tillräcklig ljuskraft vid spetsen av de optiska fibrerna. Optrode array-systemet består av engångsdelen och den återanvändbara delen. Engångsdelen har optiska fibrer och elektroder, medan den återanvändbara delen har LED och elektroniska kretsar för ljusstyrning och neural signalbehandling. Den nya designen av det implanterbara optrod-arraysystemet introduceras i den medföljande videon utöver proceduren för optrodimplantationskirurgi, optogenetisk ljusstimulering och elektrofysiologisk neural inspelning. Resultaten av in vivo-experiment visade framgångsrikt tidslåsta neurala spikar som framkallades av ljusstimuli från hippocampus excitatoriska neuroner hos möss.

Introduction

Inspelning och kontroll av neural aktivitet är avgörande för att förstå hur hjärnan fungerar i ett neuralt nätverk och på cellulära nivåer. Konventionella elektrofysiologiska inspelningsmetoder inkluderar patchklämman 1,2,3,4 med användning av en mikropipett och extracellulär inspelning med mikroneuralelektroder 5,6,7,8. Som en neuromoduleringsmetod har elektrisk stimulering ofta använts för att direkt stimulera en fokal hjärnregion genom direkt eller indirekt depolarisering av neuronala celler. Den elektriska metoden kan emellertid inte skilja neuronala celltyper för inspelning eller stimulering eftersom de elektriska strömmarna sprids i alla riktningar.

Som en framväxande teknik har optogenetik inlett en ny era för att förstå hur nervsystemet fungerar 9,10,11,12,13,14,15,16. Kärnan i optogenetiska tekniker är att använda ljus för att kontrollera aktiviteten hos ljuskänsliga opsinproteiner uttryckta av genetiskt modifierade celler. Optogenetik möjliggör således sofistikerad modulering eller övervakning av genetiskt utvalda celler i komplicerade neurala kretsar14,17. Den bredare användningen av det optogenetiska tillvägagångssättet har krävt samtidig neural inspelning för att direkt bekräfta optisk neuromodulering. Därför skulle en integrerad enhet med ljusstyrnings- och inspelningsfunktioner vara extremt värdefull 16,18,19,20,21,22,23,24,25.

Det finns begränsningar för konventionell, laserbaserad optogenetisk stimulering, vilket kräver ett skrymmande och dyrt ljusleveranssystem 26,27,28,29,30. Därför använde vissa forskargrupper μLED-baserade kiselprober för att minimera storleken på ljusleveranssystemet 31,32,33,34. Emellertid, Det finns en risk för termisk hjärnskada orsakad av direktkontakt med μLEDs på grund av lysdiodernas låga enomvandlingseffektivitet. Lätta vågledare, såsom optiska fibrer, SU-8 och kiseloxynitrid (SiON), har applicerats för att undvika termisk skada 30,35,36,37,38,39. Emellertid, denna strategi har också en nackdel på grund av dess låga kopplingseffektivitet mellan ljuskällor och vågledarna.

Mikrolinsarrayen introducerades tidigare för att förbättra ljuskopplingseffektiviteten mellan lysdioder och optiska fibrer40. Ett optrodsystem utvecklades baserat på mikroelektromekaniska system (MEMS) för optisk stimulering och elektrisk inspelning på mikroskala40. Mikrolensuppsättningen mellan en LED och optiska fibrer ökade ljuseffektiviteten med 3,13 dB. Som visas i figur 1 är en 2×2 optisk fibermatris inriktad på 4×4 mikrolens array, och lysdioden är placerad under mikrolens array. De 2×2 optiska fibrerna är monterade istället för 4×4 för att minska hjärnskador. En volframelektroduppsättning är placerad intill optrodmatrisen med användning av kisel via hål för elektrofysiologisk inspelning (figur 1B).

Systemet består av en övre engångsdel och avtagbara bottendelar. Den övre engångsdelen, som inkluderar den optiska fiberuppsättningen, mikrolensuppsättningen och volframelektroduppsättningen, är utformad för att implanteras permanent i hjärnan för in vivo-experiment . Den nedre delen innehåller en LED-ljuskälla och en extern strömförsörjningsledning, som lätt kan tas bort och återanvändas för ett annat djurförsök. Ett fästbart plastlock skyddar engångsdelen när den avtagbara delen tas bort.

Systemets genomförbarhet verifieras genom implantation i hjärnan hos transgena möss som uttrycker channelrhodopsin-2 (ChR2) i Ca2+/kalmodulinberoende proteinkinas II-positiva nervceller (CaMKIIα::ChR2 mus). Inspelningselektroder användes för att registrera neurala aktiviteter från enskilda neuroner under optisk stimulering av neuronerna.

Protocol

Djurvården och kirurgiska ingrepp godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) vid Ewha Womans University (nr 20-029). 1. Beredning av en optrodmatris (figur 1 och figur 2) Fäst optiska fibrer med mikrolinsarrayen. Ta bort passiveringsbeläggningen på den optiska fibern och skär den i 5 mm långa bitar med en optisk precisionsfiberklyvare.</l…

Representative Results

Optrodsystemet är framgångsrikt tillverkat för att ge tillräcklig ljuskraft för att aktivera målneuronerna. Den fina inriktningen av volframelektroderna uppnås genom det mikrofabricerade kiselt via hålen. Den uppmätta ljusintensiteten är 3,6 mW/mm2 vid den optiska fiberspetsen när 50 mA ström appliceras. Mikrolinserna ökade ljuseffektiviteten med 3,13 dB. På grund av mikrolinsarrayen, som förbättrar ljuskopplingen, är den applicerade strömmen ungefär hälften av den ström som krävs för at…

Discussion

Systemets genomförbarhet för samtidig optogenetisk stimulering och elektrofysiologisk registrering verifierades (figur 6). De stora spikarna under ljusstimulering är fotoelektriska artefakter som uppträder samtidigt som ljusstimuleringen (figur 6A). Detta är tydligt i den zoomade vyn av vågformen i den röda streckade rektangeln (figur 6A). Som visas i figur 6A kunde de fotoelektriska artefakterna…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna forskning stöddes av Convergent Technology R&D Program for Human Augmentation genom National Research Foundation of Korea (NRF), finansierat av ministeriet för vetenskap och IKT (NRF-2019M3C1B8090805), och stöds av ett National Research Foundation of Korea (NRF) -bidrag finansierat av Koreas regering (MSIT) (nr 2019R1A2C1088909). Vi tackar Seung-Hee Lees laboratorium vid Institutionen för biologiska vetenskaper, KAIST, Daejeon, Korea, för att de vänligen tillhandahåller de transgena mössen.

Materials

5-pin Connector NW3 HD127K 1.27 mm (.050") pitch
Bovie Fine Science Tools(F.S.T) 18010-00 High Temperature Cautery Kit
Data Acquisition Software Intan Technologies, LLC USB Interface Board software Work with the RHD USB Interface Board
Dental Cement Lang Dental Manufacturing Company, Inc. 1223CLR Use Jet Liquid and powder in jet denture repair package
Digital Manipulator Arm Stoelting Co. 51904/51906 Left, Right each Digital Manipulator Arm, 3-Axes, Add-On
Gel Foam Cutanplast Standard (70*50*10 mm) Sterile re-absorbable gelatin sponge with a haemostatic effect
Headstage Preamplifier Intan Technologies, LLC #C3314 RHD 16-Channel Recording Headstages
Heating Pad Stoelting Co. 53800R Stoelting Rodent Warmer X1 with Rat Heating Pad
LED OSLON GB CS8PM1.13 λ typ. 470 nm, Viewing angle 80 °, Forward voltage 2.85 V
MATLAB MathWorks, Inc. R2019a
Micro Clamp SURGIWAY 12-1002-04 Straight type, Serre-fine DIEFFENBACH droite 3.5 cm
Optical Fiber Thorlabs, Inc. FT200UMT 0.39 NA, Ø 200 µm Core Multimode Optical Fiber, High OH for 300 – 1200 nm
PFA-Coated Tungsten Wire A-M System Custom ordered Rod type, Ø 101.6 μm (.004")
Photodiode Thorlabs S121C
power meter Thorlabs Inc. PM100D
Precision cleaver FITEL S326 Fiber slicer tool
Prism GraphPad 5.01 version
Scalpel Feather™ #20 Scalpel blade with 100mm long Scalpel Handle
screw Nasa Korea stainless steel diameter: 1.2 mm, length: 3 mm
Silver Wire The Nilaco Corporation AG-401265 Ø 200 µm
Stereotaxic Fxrame Stoelting Co. 51500D Digital new standard stereotaxic, rat and mouse
suture ETHICON W9106 suture size: 4-0, length:75 cm, wire diameter: 4-0
Vaseline Unilever PLC Original 100% pure petroleum jelly
Wave_Clus N/A N/A https://github.com/csn-le/wave_clus
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Wang, Y., Liu, Y. Z., Wang, S. Y., Wang, Z. In vivo whole-cell recording with high success rate in anaesthetized and awake mammalian brains. Molecular Brain. 9 (1), 86 (2016).
  2. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54024 (2016).
  3. Lee, D., Shtengel, G., Osborne, J. E., Lee, A. K. Anesthetized- and awake-patched whole-cell recordings in freely moving rats using UV-cured collar-based electrode stabilization. Nature Protocols. 9 (12), 2784-2795 (2014).
  4. Tao, C., Zhang, G., Xiong, Y., Zhou, Y. Functional dissection of synaptic circuits: in vivo patch-clamp recording in neuroscience. Frontiers in Neural Circuits. 9, 23 (2015).
  5. Henze, D. A., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 390-400 (2000).
  6. Takahashi, S., Anzai, Y., Sakurai, Y. Automatic sorting for multi-neuronal activity recorded with tetrodes in the presence of overlapping spikes. Journal of Neurophysiology. 89 (4), 2245-2258 (2003).
  7. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  8. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature Neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  9. Balasubramaniam, S., et al. Wireless communications for optogenetics-based brain stimulation: present technology and future challenges. IEEE Communications Magazine. 56 (7), 218-224 (2018).
  10. Bedbrook, C. N., et al. Machine learning-guided channelrhodopsin engineering enables minimally invasive optogenetics. Nature Methods. 16 (11), 1176-1184 (2019).
  11. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  12. Deng, W., Goldys, E. M., Farnham, M. M., Pilowsky, P. M. Optogenetics, the intersection between physics and neuroscience: light stimulation of neurons in physiological conditions. American journal of physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 307 (11), 1292-1302 (2014).
  13. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  14. Mahmoudi, P., Veladi, H., Pakdel, F. G. Optogenetics, tools and applications in neurobiology. Journal of Medical Signals and Sensors. 7 (2), 71-79 (2017).
  15. Sasaki, Y., et al. Near-infrared optogenetic genome engineering based on photon-upconversion hydrogels. Angewandte Chemie International Edition in English. 58 (49), 17827-17833 (2019).
  16. Zhang, Y., et al. Battery-free, lightweight, injectable microsystem for in vivo wireless pharmacology and optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (43), 21427-21437 (2019).
  17. Bernstein, J. G., Boyden, E. S. Optogenetic tools for analyzing the neural circuits of behavior. Trends in Cognitive Sciences. 15 (12), 592-600 (2011).
  18. Wang, J., et al. Integrated device for combined optical neuromodulation and electrical recording for chronic in vivo applications. Journal of Neural Engineering. 9 (1), 016001 (2012).
  19. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  20. Zhang, J., et al. Integrated device for optical stimulation and spatiotemporal electrical recording of neural activity in light-sensitized brain tissue. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 055007 (2009).
  21. Park, S. I., et al. Stretchable multichannel antennas in soft wireless optoelectronic implants for optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (50), 8169-8177 (2016).
  22. Kravitz, A. V., Owen, S. F., Kreitzer, A. C. Optogenetic identification of striatal projection neuron subtypes during in vivo recordings. Brain Research. 1511, 21-32 (2013).
  23. Aravanis, A. M., et al. An optical neural interface: in vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering. 4 (3), 143-156 (2007).
  24. Anikeeva, P., et al. Optetrode: a multichannel readout for optogenetic control in freely moving mice. Nature Neuroscience. 15 (1), 163-170 (2011).
  25. Obaid, S. N., et al. Multifunctional flexible biointerfaces for simultaneous colocalized optophysiology and electrophysiology. Advanced Functional Materials. 30 (24), 1910027 (2020).
  26. Wang, L., et al. An artefact-resist optrode with internal shielding structure for low-noise neural modulation. Journal of Neural Engineering. 17 (4), 046024 (2020).
  27. Shin, H., et al. Multifunctional multi-shank neural probe for investigating and modulating long-range neural circuits in vivo. Nature Communications. 10 (1), 3777 (2019).
  28. Kampasi, K., et al. Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes. Microsystem & Nanoengineering. 4, 10 (2018).
  29. Schwaerzle, M., Paul, O., Ruther, P. Compact silicon-based optrode with integrated laser diode chips, SU-8 waveguides and platinum electrodes for optogenetic applications. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (6), 065004 (2017).
  30. Son, Y., et al. In vivo optical modulation of neural signals using monolithically integrated two-dimensional neural probe arrays. Scientific Reports. 5, 15466 (2015).
  31. Yasunaga, H., et al. Development of a neural probe integrated with high-efficiency MicroLEDs for in vivo application. Japanese Journal of Applied Physics. 60 (1), 016503 (2020).
  32. Kim, K., et al. Artifact-free and high-temporal-resolution in vivo opto-electrophysiology with microLED optoelectrodes. Nature Communications. 11 (1), 2063 (2020).
  33. Mendrela, A. E., et al. A high-resolution opto-electrophysiology system with a miniature integrated headstage. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 12 (5), 1065-1075 (2018).
  34. Scharf, R., et al. Depth-specific optogenetic control in vivo with a scalable, high-density muLED neural probe. Scientific Reports. 6, 28381 (2016).
  35. Oh, K., Sonsi, Y. -. A., Ha, S. Optogenetic stimulator with µLED-coupled optical fiber on flexile substrate via 3D printed mount. 2021 21st International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers). , 1476-1479 (2021).
  36. McAlinden, N., et al. Multisite microLED optrode array for neural interfacing. Neurophotonics. 6 (3), 035010 (2019).
  37. Kwon, K. Y., Lee, H. M., Ghovanloo, M., Weber, A., Li, W. Design, fabrication, and packaging of an integrated, wirelessly-powered optrode array for optogenetics application. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 69 (2015).
  38. Bernstein, J. G., Allen, B. D., Guerra, A. A., Boyden, E. S. Processes for design, construction and utilisation of arrays of light-emitting diodes and light-emitting diode-coupled optical fibres for multi-site brain light delivery. Journal of Engineering. , (2015).
  39. Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 349-363 (2012).
  40. Jeon, S., et al. Implantable optrode array for optogenetic modulation and electrical neural recording. Micromachines. 12 (6), 725 (2021).
  41. Song, Y. H., et al. A neural circuit for auditory dominance over visual perception. Neuron. 93 (4), 940-954 (2017).
  42. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Scientific Reports. 9 (1), 111 (2019).
  43. Melchior, J. R., Ferris, M. J., Stuber, G. D., Riddle, D. R., Jones, S. R. Optogenetic versus electrical stimulation of dopamine terminals in the nucleus accumbens reveals local modulation of presynaptic release. Journal of Neurochemistry. 134 (5), 833-844 (2015).
  44. Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. Unsupervised spike detection and sorting with wavelets and superparamagnetic clustering. Neural Computation. 16 (8), 1661-1687 (2004).
  45. Chaure, F. J., Rey, H. G., Quian Quiroga, R. A novel and fully automatic spike-sorting implementation with variable number of features. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1859-1871 (2018).
  46. Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PLoS One. 9 (4), 94919 (2014).
  47. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  48. Arias-Gil, G., Ohl, F. W., Takagaki, K., Lippert, M. T. Measurement, modeling, and prediction of temperature rise due to optogenetic brain stimulation. Neurophotonics. 3 (4), 045007 (2016).
  49. Jeon, S., et al. Multi-wavelength light emitting diode-based disposable optrode array for in vivo optogenetic modulation. Journal of Biophotonics. 12 (5), 201800343 (2019).
  50. Korposh, S., James, S. W., Lee, S. -. W., Tatam, R. P. Tapered optical fibre sensors: current trends and future perspectives. Sensors. 19 (10), 2294 (2019).

Tags

OptrodeOptogenetic ModulationElectrical Neural RecordingLED-based SystemMicrolens ArrayWireless SystemOptogeneticsSpinal Cord InjuryEpilepsyParkinson’s DiseaseAlzheimer’s DiseaseTungsten ElectrodesOptical FibersStereotactic FrameThermal Heating PadLidocaineCraniotomyGround Screw
check_url/pt/63460?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Lee, Y., Ryu, D., Jeon, S., Lee, Y., Cho, Y. K., Ji, C., Kim, Y., Jun, S. B. Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording. J. Vis. Exp. (187), e63460, doi:10.3791/63460 (2022).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image