В настоящем протоколе модель трансплантации сердца мыши используется для исследования механизма отторжения сердечного аллотрансплантата. В этой модели гетеротопической трансплантации сердца повышается эффективность операции, а приживаемость сердечных трансплантатов обеспечивается за счет шейного сквозного анастомоза имплантации сердца с использованием модифицированной техники Cuff.
Отторжение сердечного аллотрансплантата ограничивает долгосрочную выживаемость пациентов после трансплантации сердца. Модель трансплантации сердца мыши идеально подходит для изучения механизма отторжения сердечного аллотрансплантата в доклинических исследованиях из-за их высокой гомологии с генами человека. Это понимание поможет разработать уникальные подходы к улучшению долгосрочной выживаемости пациентов, получающих сердечные аллотрансплантаты. В мышиной модели имплантация донорского сердца в брюшной полости обычно выполняется со сквозным анастомозом аорты реципиента и нижней полой вены с помощью швов. В этой модели сердце донора имплантируется путем сквозного анастомоза в сонную артерию и яремную вену реципиента с помощью техники модифицированной манжеты. Операция по трансплантации проводится без наложения швов и, таким образом, может увеличить выживаемость реципиента, поскольку нет вмешательства в кровоснабжение и венозный рефлюкс нижней части тела. Эта модель мыши поможет исследовать механизмы, лежащие в основе иммунологического и патологического (острого / хронического) отторжения сердечных аллотрансплантатов.
Трансплантация сердца стала стандартным методом лечения терминальной сердечной недостаточности. Более 5 500 трансплантаций сердца в год выполняются в организациях, зарегистрированных при Международном обществе трансплантации сердца и легких. Среди реципиентов аллогенной трансплантации сердца частота отторжения в течение 1 года по-прежнему составляет >10%, в то время как частота отторжения в течение 3 лет увеличилась до 36%1,2. Тем не менее, эффективные профилактические методы лечения пациентов с отторжением сердечного аллотрансплантата отсутствуют. Поэтому необходимы исследования на животных моделях, которые выясняют физиологические механизмы, лежащие в основе иммунологического и патологического отторжения сердечных аллотрансплантатов. Такие исследования будут способствовать изучению новых мишеней, необходимых для разработки эффективных лекарств, которые помогут предотвратить отторжение сердечного аллотрансплантата и улучшить показатели выживаемости в этих популяциях пациентов.
Некоторые потенциальные иммунологические и патофизиологические механизмы отторжения сердечного аллотрансплантата были предложены недавно в мышиных модельных исследованиях гетеротопической трансплантации сердца 3,4,5. Следовательно, гетеротопическая трансплантация сердца у мышей стала идеальной доклинической моделью для исследования механизмов иммунного отторжения и патологического повреждения, происходящего в сердечных аллотрансплантатах после трансплантации сердца из-за их высокой гомологии с генами человека. Преобладающая концепция заключается в выполнении гетеротопической трансплантации на мышиной модели путем абдоминального сквозного анастомоза в аорте реципиента и нижней полой вене с использованием швов, аналогично нормальной анатомии человека. Однако эта процедура может нарушить кровоснабжение реципиента и венозный рефлюкс нижней части тела6. Поэтому здесь предложена модифицированная гетеротопическая процедура трансплантации сердца на мышиной модели.
Донорское сердце имплантируется сонной артерией и яремной веной реципиента сквозным цервикальным анастомозом с использованием модифицированной техники Cuff. Эта модифицированная процедура облегчила оперативную осуществимость и обеспечила приживаемость сердечного трансплантата без вмешательства в кровоснабжение и венозный рефлюкс нижней части тела.
Модель трансплантации сердца мыши способствует исследованию механизмов отторжения после трансплантации сердца, способствуя разработке уникальных подходов к улучшению долгосрочной выживаемости реципиентов сердечного аллотрансплантата. Однако трансплантация сердца у мышей являет?…
The authors have nothing to disclose.
Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (81870304) Цзюнь Ли.
5-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C3090954 | |
8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
22 G polyurethane cuff | B.Braun Medical Inc. | 4251628-02 | |
26 G polyurethane cuff | Suzhou Linhua Medical Instrument Co., LTD | REF383713 | |
Anesthesia induction chamber | RWD Life Science Co., LTD | V100 | |
Atraumatic microvascular clamp | Beyotime | FS500 | |
BALB/c and C57BL/6 mice (20–30 g) | Centre of Experimental Animals (Army Medical University, Chongqing, China) | ||
Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
Electrocoagulator | Guangzhou Runman Medical Instrument Co., LTD | ZJ1099 | |
Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
HTK solution | Shenzhen Changyi Pharmaceutical Co., LTD | YZB/Min8263-2013 | |
Injection syringe (10 mL) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
Physiological saline | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
Scalp needle | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
Shaver | Beyotime | FS600 | |
Small animal anesthesia machine | RWD Life Science Co., LTD | R500 | |
Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 |