망막 색소 상피(RPE)의 망막하 이식은 퇴행성 망막 질환 치료를 위한 가장 유망한 접근법 중 하나입니다. 그러나 큰 눈 동물 모델에 대한 전임상 연구의 성과는 여전히 도전적입니다. 이 보고서는 세포 운반체에 대한 RPE의 망막하 이식을 미니피그로 하기 위한 지침을 제시합니다.
주로 망막 색소 상피(RPE) 층 또는 그 내에서 발생하는 망막의 퇴행성 장애(연령 관련 황반변성 포함)는 망막 해부학의 점진적인 해체 및 시각 기능의 저하를 초래합니다. 손상된 RPE 세포(RPE)를 망막하 세포 운반체를 사용하여 시험관 내 배양된 RPE 세포로 대체하는 것은 외부 망막층의 해부학적 구조를 재확립할 수 있는 가능성을 보여주었고, 따라서 추가 연구가 진행되고 있습니다. 여기에서 우리는 배양된 RPE가 있는 세포 운반체를 미니피그로 효과적으로 망막하 이식할 수 있는 수술 기술의 원리를 제시합니다. 수술은 전신 마취하에 수행되었으며 표준 수정체 보존 3포트 유리체 절제술(PPV), 균형 잡힌 염 용액(BSS)의 망막하 도포, 2.7mm 망막 절개술, 추가 3.0mm 경화술을 통해 망막하 공간에 나노섬유 세포 운반체 이식, 체액-공기 교환(FAX), 실리콘 오일 탐포네이드 및 모든 경화술 폐쇄. 이 수술적 접근법은 지난 8년 동안 29건의 수술(18마리)에서 사용되었으며 성공률은 93.1%입니다. 외과적 배치의 해부학적 검증은 생체 내 안저 영상(안저 사진 및 광간섭 단층촬영)을 사용하여 수행하였다. 미니피그 눈의 보체에 RPE의 망막하 이식을 위해 권장되는 수술 단계는 큰 눈 동물 모델을 사용한 향후 전임상 연구에서 사용할 수 있습니다.
연령 관련 황반변성(AMD)은 선진국에서 중심 시력 상실의 주요 원인으로 간주되며 망막 색소 상피(retinal pigmented epithelium, RPE) 기능 장애와 관련된 많은 질환 중 하나이다 1,2. RPE는 기저부에 위치한 Bruch’s membrane(BM)에서 발견되며 광수용체에 필요한 유지 관리를 제공합니다. RPE 층의 점진적인 퇴행은 AMD의 초기 위축성 형태의 특징이며, 또한 후기 삼출성 형태의 AMD의 발달을 동반합니다. 망막 질환 치료의 많은 발전에도 불구하고 효과적인 치료 방식의 개발은 여전히 어려운 과제입니다3. 유망한 방법 중 하나는 시험관 내 배양 RPE 층을 사용한 RPE 대체입니다. 이 치료는 인간 배아 줄기 세포 유래 RPE (hESC-RPE) 및 유도 만능 줄기 세포 유래 RPE (iPSC-RPE)를 사용한 줄기 세포 연구의 진행과 관련이 있습니다 3,4,5,6,7. 최근 몇 년 동안 많은 연구 그룹은 처음에 승인된 개념 증명 8,9,10,11,12,13,14,15를 사용하여 RPE 교체를 위한 다양한 접근 방식을 개발하는 데 중점을 두었습니다. RPE 세포(RPE)는 일반적으로 세포 현탁액, 자립형 세포 시트 또는 인공 운반체(3,16,17,18,19,20,21)에 의해 지지되는 세포 단층의 형태로 망막하 공간으로 전달됩니다. 세포 현탁액의 주입이 가장 쉬운 방법이지만 BM의 손상된 상태는 종종 이식된 세포의 부착을 방해할 수 있습니다. 이로 인해 RPE의 apicobasal 방향이 잘못되고 단일층 형성이 실패할 수 있습니다(22,23). 다른 두 가지 방법(즉, 자립형 세포 시트 및 인공 기판에 의해 지지되는 세포 단층)의 주요 이점은 세포가 망막하 공간(24) 내로 직접 이식될 때 이미 분화된 단층 상태에 있다는 것이다.
망막하 공간으로의 세포 운반체의 전달을 기술하는 많은 수술 기법이 최근 8,9,10,11,12,13,14,15에 발표되었다. 이 연구에서는 큰 눈 동물 모델의 사용, 세포 운반체의 유형, 이식된 세포 배양의 사용, 이식 기구 및 수술 기술에 대해 설명했으며 저자는 주로 망막하 이식 결과에 중점을 두었습니다. 2015년, Popelka et al. 돼지 사체의 눈에 RPE를 이식하기 위해 프레임 지지형 초박형 전기방사 고분자 멤브레인을 사용했다고 보고했다 8. 세포 운반체의 망막하 이식과 함께 여기에 설명된 수술 기술은 담체의 비교적 정밀한 취급 및 망막하 공간에서 스캐폴드의 쉬운 위치 지정을 허용했습니다. Kozak et al. 돼지의 눈에서 대략 2mm x 5mm 크기의 운반체 전달 기술의 타당성을 평가했다9. 세포 운반체의 독특한 설계는 올바른 배치를 허용하여 세포 단층이 접히거나 구겨지는 것을 방지했습니다6. Al-Nawaiseh et al. 토끼의 망막하 스캐폴드 이식에 대한 자세한 단계별 지침을 처음 제시했습니다25. Stanzel et al. 그런 다음 2019년에 작은 설치류, 토끼, 돼지 및 비인간 영장류에 이식하기 위한 유사한 프로토콜을 발표했습니다26. 이전에 발표된 바와 같이, 고체 캐리어에 분화되고 편광된 RPE 단층을 이식하면 다른 전달 기술에 비해 생존율이 향상되고 이식편이 더 잘 통합되었습니다(보충 파일 1)27.
생체 내에서 수행되는 모든 전임상 동물 연구의 목적은 절차 안전성, 이식된 세포의 생존, 망막하 조작에 대한 조직 반응, 장단기 수술 후 결과에 중점을 두고 세포 운반체의 외과적 유리체강하 망막하 이식의 다양한 측면을 밝히는 것입니다. 큰 눈 동물 모델로서 돼지 눈을 사용하는 것은 얻어진 데이터의 범위 측면에서 관련성이 있는 것으로 보고되었으며, 이는 인간에게 유용하고 잠재적으로 적용될 수 있다10,11,14. 우리의 연구는 큰 눈 동물 모델에서 세포 운반체의 생체 내 망막하 이식에 사용된 수술 기술을 보고합니다. 지난 8년간의 경험을 바탕으로 수술 전 준비, 망막하 세포 운반체 이식의 수술 기법, 미니피그 눈의 수술 후 관리에 대해 자세히 설명합니다. 우리는 다양한 유형의 세포 및 세포 운반체의 이식과 관련된 생체 내 실험 연구에 사용할 수 있는 기본 수술 원리를 설명합니다.
대형 동물 모델
Liběchov minipigs의 실험용 무리는 1967 년 미국에서 Hormel 계통에서 5 마리의 동물을 수입하여 설립되었습니다. 이 동물들은 돼지 혈액형 연구를 위해 Landrace, Large White, Cornwall, 베트남 돼지 및 괴팅겐 기원의 소형 돼지와 같은 여러 다른 품종 또는 균주와 교배되었습니다28,29. 생후 5 개월과 약 20kg의 체중 (BW)에 미니 피그는 성적으로 성숙합니다. 부모 미니피그 품종(Hormel 및 Göttingen)의 생존 기간은 12-20년으로 보고됩니다. 세포 운반체의 망막하 이식은 망막의 중앙 부분을 표적으로 합니다. minipigs의 망막에는 황반과 중심와가 없습니다. 그러나, 그것은 영역 centralis라고 불리는 고농축 원뿔 광 수용체 영역과 시각적 줄무늬30,31을 가지고 있습니다. 이 영역은 가장 높은 시력을 담당합니다.
수술은 경험이 풍부한 수술 시설 보조원(TA)의 도움을 받아 4명의 숙련된 유리체 망막 외과의가 수행했습니다. 생체 내 실험 전에 외과의는 유리체 부피에 대한 수정체의 비율 감소, 축 길이 단축(15-19mm), 각막에 Bowman’s membrane의 부재, 더 작은 유리체 부피(2.8-3.2mL), 황반 및 중심와, Zinn의 고리가 없고 시신경 디스크 직경(수직/수평: 1.5mm/2.1mm). 모든 경우에 수술은 표준 무균 및 방부 조치를 시행하여 특별히 조직 된 수술실에서 전신 마취하에 수행되었습니다.
기원이 다른 RPE 세포의 망 막하 이식은 AMD 3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,25와 같은 망막 퇴행성 장애의 치료를 위한 안구 연구에서 매우 유망한 추세입니다 . 이 접근법의 주요 아이디어는 손상된 RPE를 생체 외에서 배양된 건강한 RPE로 대체하는 것입니다(보충 파일 1)44,45,46,47,48. 배양된 RPE 세포를 이식하기 위해 세포 운반체를 사용하는 것은 다공성 막이 광감각층과 관련하여 편광된 RPE 세포층을 올바른 방향으로 유지하기 때문에 가장 합리적인 접근 방식을 나타냅니다.
최적 동물 모델
이러한 치료 접근법을 개발하는데 있어서 중요한 단계는 최적 동물 모델(49)의 사용이다. 과거에는 토끼, 개, 돼지 및 비인간 영장류를 포함한 크고 작은 동물 모델이 사용되었습니다 8,9,10,11,12,13,14,15,27,29. 이 논문에서 우리는 Liběchov minipig 모델의 사용을 제안하고 강력한 이식 효과를 가능하게 하는 수술 전, 수술 및 수술 후 단계를 설명합니다. Liběchov minipig는 원래 약 20 년 전에 사육되었으며 파킨슨 병 및 헌팅턴 병29,50과 같은 신경 퇴행성 질환 분야의 생물 의학 연구에 자주 사용되었습니다. 돼지는 인간과 유사한 혈액 공급 및 면역 반응을 가진 비교적 큰 뇌를 가지고 있기 때문에 동종 이식 실험의 동물 모델로도 사용되었습니다51,52,53,54. 미니피그의 망막은 인간과 같은 황반과 중심와를 가지고 있지 않지만, 원추형 광수용체가 고농도인 망막 영역인 중심과 시각 줄무늬를 포함하고 있다(30). 인간의 눈과 유사한 크기, 원뿔이 풍부한 중심 망막의 존재, 잘 설명된 면역 체계, 수술 후 형태 및 기능을 평가하는 방법의 존재는 제시된 연구에서 이 큰 동물 모델을 사용하는 데 중요한 논거입니다.
수술
우리가 아는 한, 보균자에 대한 RPE 세포의 유리체 망막 이식을 위한 표준화되고 널리 인정되는 수술 기술은 없습니다. 세포 대체 요법의 주요 문제 중 하나는 망막 박리, 저긴장, 상과, 맥락막 및/또는 망막 출혈, 높은 안구 난류와 관련된 수술 중 및 수술 후 합병증의 위험이 있는 까다로운 수술 기술로, 이는 스캐폴드 손상으로 이어질 수 있습니다. 수술 후, 증식성 유리체 망막병증, 안내염, 저긴장, 망막 박리 및 백내장 형성의 위험이 있다 4,10,13,14,15.
세포 운반체를 이용한 접근법에 대한 첫 번째 연구는 친칠라 놈 토끼13,16,25에서 수행되었다. 이 동물들은 작은 동물 모델을 대표하지만, 수술의 기술적 측면에 초점을 맞춘 결과는 큰 동물 모델에서 절차를 개발하는 데 결정적이었으므로 아래에 요약되어 있습니다.
주문 제작한 23 G 주입 캐뉼라는 처음에 제트 기류의 방향을 바꾸기 위해 두 개의 측면 포트와 함께 사용되었으며, 이는 안검의 붕괴와 그에 따른 망막 박리를 해결하는 데 도움이 되었다13. 본 연구에서, 우리는 그러한 블레브의 붕괴를 발견하지 못했습니다. 그 가능한 이유는 안구의 크기가 더 크고 캐뉼라 주입 부위의 주변에 유리체가 남아 있는 코어 유리체 절제술의 성능 때문일 수 있으며, 이는 지시된 제트 기류의 힘을 감소시킬 수 있습니다.
기구에서 세포 운반체를 배출하는 동안의 어려움은 “기구에 갇힌” 것으로 분류된 작은 동물 모델의 또 다른 수술 중 장애물이었습니다. 또한, 저자들은 망막 표면의 잔류 유리체가 이식 후 망막 절개술 구멍에서 캐리어의 역방향 “점프”를 유발할 수 있다고 제안했습니다. 이 문제는 효소 보조 유리체 절제술로 해결할 수 있으며, 이를 통해 세포 운반체를 망막하 공간으로 부드럽고 지속적으로 배출할 수 있습니다. 대부분의 경우 저자는 망막 절개술에서 멀리 떨어진 임플란트의 더 먼 위치를 얻기 위해 캐리어를 재배치했습니다. 우리의 사례 시리즈에서, 우리는 또한 세포 캐리어가 인젝터의 팁에 부착 된 상태를 경험했습니다. 그러나 이는 광 파이프와 인젝터의 팁을 느리고 부드럽게 조작하여 관리되었습니다. 우리는 어떤 경우에도 망막 절개술 부위에 잔류 유리체를 관찰하지 못했습니다. 수술에서 TA 보조 PPV를 사용하는 것은 잔류 부착 유리체의 위험을 줄이는 방법으로 제안될 수 있습니다. 위에 있는 유리체를 완전히 제거하기 위해 TA를 사용한 다중 염색이 필요할 수 있습니다.
다른 연구에서, 폴리에스터 막에 편광된 세포 단층으로 성장한 인간 RPE 줄기 세포의 망막하 이식 결과가 보고되었습니다24. 실험 중에, 이전에 기술된 것과 동일한 수술 기법이 사용되었지만(13), 2-포트 PPV 접근법이 적용되었다. 마지막으로, 토끼에서 세포 운반체 수술의 망막하 이식을 위한 단계별 프로토콜이25일 이후에 발표되었습니다. 이 연구는 이전 경험을 기반으로 수술 전 및 수술 후 관리를 포함하여 수술 절차에 대한 매우 상세하고 쉽게 반복 가능한 설명을 제공합니다.
후속 연구에서 대형 동물 모델을 사용하는 동안 기술적인 문제뿐만 아니라 이식된 세포에 대한 면역 반응에 관한 질문과 세포 운반체 크기 관련 문제도 다루었습니다. 시노몰구스원숭이(Macaca fascicularis)를 이용한 연구에서는 인간 줄기세포 유래 RPE 단층의 망막하 이식 결과를 설명했다15. 모든 동물은 수술 7일 전부터 수술 후 3개월 동안 지속되는 시롤리무스(부하 용량 2mg, 일일 용량 1mg) 및 테트라사이클린(7.5mg/kg-BW)으로 구성된 전신 면역억제를 받았습니다. 수술 절차는 이전에 설명한 프로토콜24,25에 따라 수행되었습니다. 저자는 샹들리에 엔도 조명과 함께 25G 3포트 PPV 접근 방식을 사용했습니다. 중요하게도, TA 보조 PVD는 후방 망막의 잔류 유리체 망막 유착을 배제하는 데 사용되었습니다. 원래 설명된 절차에 추가하여 저자는 20G 맞춤형 확장 가능한 루프 기기를 사용하여 향후 이식 영역에서 호스트 RPE 층을 제거했습니다.
미니피그 연구에서는 전신 면역억제제도 사용했습니다. 그러나 면역 억제의 유형은 위에서 설명한 것과 다릅니다. 우리는 세포 이식 거부 및 염증 반응을 방해하기 위해 0.25mg/kg BW의 용량으로 저장소로 타크로리무스 용출 폴리머 마이크로스피어를 피하 주사했습니다. 우리의 주요 목표는 절차의 안전성과 이식된 세포의 생존력을 분석하는 것이었지만 숙주 망막으로의 통합은 분석하지 않았기 때문에 수술 중 숙주 RPE 세포층을 제거하지 않았습니다.
이전에는 14마리의 암컷 유카탄 미니피그에서 접을 수 있는 비분해성 메쉬 지지 서브미크론 파릴렌-C 멤브레인(6.25mm x 3.5mm, 0.4μm 두께)에 hESC 유래 RPE의 단층을 이식하는 망막하 이식의 안전성과 타당성을 평가했습니다10. 배양 후, 세포를 메쉬 지지 막에 시딩하였다. 면역억제는 타크로리무스의 전신 투여(정권 및 용량 없음)와 수술 종료 시 덱사메타손 임플란트 0.7mg의 유리체강내 주사를 사용하여 수행되었습니다. PPV는 20G 접근 방식으로 수행되었습니다. 저자는 유리체의 더 나은 시각화를 위해 트리암시놀론 아세토니드의 유리체강내 주사를 사용했습니다. 큰 경화 절제술은 크기가 2mm에서 3mm였습니다. 망막하 주사 후, 망막은 과불화탄소 액체의 일시적인 주사로 평평해졌습니다. 유체-공기 교환 후, 실리콘 오일 탐폰(1,000/5,000 cSt)을 수행하였다. 수술 후 관리에는 수술 1주일 후 덱사메타손/네오마이신/폴리믹신 B 연고의 안구 도포가 포함되었습니다. 저자는 91%의 성공률을 보고했습니다(즉, 효율적인 망막하 이식 및 충분한 수술 후 영상 데이터). 본 연구에서는 TA 결정의 유리체강내 주사를 수술 중 주로 유리체체를 시각화하는 데 사용했습니다. 그러나이 약물의 국소 면역 억제 작용은 아직 명확하지 않습니다. 본 연구에 사용된 나노섬유 세포 운반체는 두께가 5.2mm x 2.1mm이고 두께가 3.7μm이고 기공 크기가 0.4μm입니다. 수술 중 과불화탄소 액체를 주입하는 대신 직접 FAX를 시행했습니다. 수술 성공률(93.1%)은 Koss et al.10과 일치하고 약간 더 높았다.
망막하 이식을 위한 완전 분해성 세포 운반체(스캐폴드)의 망막하 이식은 2019년 요크셔 돼지14마리에서 처음 연구되었습니다. 이 연구는 주로 피브린 하이드로겔 임플란트의 생분해성 특성에 초점을 맞췄습니다. 저자들은 국내 돼지에 사용 된 공격적인 면역 억제가 피브린 하이드로 겔 임플란트의 생분해 중에 잠재적으로 유발 될 수있는 국소 염증 반응을 억제 할 수 있다고 언급했다. 그러나 그들은 돼지에 사용 된 면역 억제 요법을 명시하지 않았다. PPV 동안 그들은 윤부와 평행하고 약 3.5mm 뒤쪽에 망막하 이식 장치를 삽입하기 위해 3.6mm 길이의 경화술을 수행했습니다. 또한 손가락 조작으로 인한 손 배치 불안정성을 줄이기 위해 공압 구동 주입 시스템을 사용했습니다. 우리의 경우 시리즈에서 모든 경화술은 윤부에서 2.5mm에서 3.0mm였습니다. 인젝터 삽입을 위한 대형 경화절개술의 길이는 3mm였습니다. 본 연구에 사용된 임플란트 인젝터는 수작업으로 조작하였다. 모양체의 편평상근에 대한 철저한 소작과 큰 경화술 내부의 충분한 절개는 의원성 말초 망막 박리, 출혈 및 임플란트 손실과 같은 수술 중 합병증을 피하는 데 중요한 것으로 보입니다.
요약하면, 우리는 유전 및 후천성 망막 질환의 치료 옵션으로 생분해성 담체에 RPE 세포를 이식하기 위한 Liběchov minipig 모델의 사용을 설명합니다. 안구 해부학 및 생리학뿐만 아니라 면역 체계와 관련하여 우리는 인간의 안구 질환 치료로 쉽게 전환 될 수있는 세포의 망막 하 이식을위한 수술 기술 및기구를 개발하고 개선 할 수 있습니다. 미니피그에 대한 수술은 인간 수술에 활용될 때 동일한 기구(이식 전달 도구 포함)를 사용하여 수행되어 얻은 경험과 노하우를 인간에게 쉽게 적용할 수 있도록 하는 것이 중요합니다. 비인간 영장류와 같은 황반 영역이 존재하는 대안적인 대눈 동물 모델은 중앙 망막 영역에서 망막하 이식 후 해부학적 및 기능적 변화의 추적 및 분석에 유용할 수 있습니다. 수술 전, 수술 및 수술 후 관리 절차에 대한 자세한 설명은 효율적이고 표준화된 데이터 생성을 증가시켜 향후 연구에 유용할 것입니다.
The authors have nothing to disclose.
이 프로젝트는 체코 과학 재단(프로젝트 번호 18-04393S)과 체코 공화국 노르웨이 보조금 및 기술 기관(KAPPA 프로그램, 프로젝트 번호 TO01000107)의 지원을 받았습니다.
Technical equipment | |||
Wato EX-65 with a Mindray iMEC10 | Mindray, Shenzhen, China | Wato Ex-65 | anesthesia machine |
R-Evolution CR | Optikon, Rome, Italy | R-Evolution CR | phacoemulsifier/vitrectome |
Green laser Merilas 532α | Meridian, Thun, Switzerland | Merilas 532α | ophthalmic green laser |
Microscope Hi-R NEO 900A | Haag-Streit Surgical, Wedel, Germany) | Hi-R NEO 900A | ophthalmic surgery microscope |
Camera Sony PMW-10MD | Sony, Tokyo, Japan | PMW-10MD | full HD medical 2-piece |
Non-contact vitreoretinal surgical system MERLIN BIOM | Volk, Mentor, OH, USA | MERLIN BIOM | BIOM |
Steam sterilizer | Tuttnauer Europe B.V., Breda, NL | 3870 HSG | sterilizer |
iCam100 | Optovue, Fremont, CA, USA | iCAM100 | funduscamera |
iVue OCT100-2 | Optovue, Fremont, CA, USA | iVue OCT100-2 | OCT |
Microsurgical instruments and devices | |||
Cook Eye Speculum | Katena, New Jersey, US | K1-5403 | 15mm blades |
Ophthalmology surgical drape | Hylyard, Alpharetta, Georgie, USA | 79304 | 132 x 142cm |
Disposable Two step vitrectomy system. (23 gauge/ 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1272.ED06 | |
Infusion line for 23G / 0.6 mm infusion cannula | DORC, Zuidland, Netherlands | 1279.P | |
knife 2.75mm, IQ Geometry Tm Slit Knife Angled, Bevel Up | Surgical Specialties Corporation, Reading, USA | 72-2761G | |
Extendible 41G subretinal injection needle. (23 gauge / 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1270.EXT | |
Omnifix 3ml Luer Lock Solo siringe | BBraun, Melsungen, Germany | 4617022V | 3ml |
1ml soft-inject Tuberculin | Henke Sass Wolf, Tuttlingen, Germany | 5010.200V0 | 1ml |
8-0 Coated Vicryl | Ethicon, Puerto Rico, USA | J409G | |
Purified Silicone Oil (in syringe) 10 ml | (FCI, Paris, France) | S5.7170 | 1000cSt |
Pinnacle 360 Morris Vertical Scissors 23Ga | Synergetics, O'Fallon, USA | 10.24.23PIN | 23Ga |
Revolution DSP 23Ga ILM forceps | Alcon, Geneva, Switzerland | 706.44 | Griesharber revolution |
23ga Straight Laser Probe | Synergetics, O’Fallon, USA | 55.21.23 | |
FCI Protect 2.0% | FCI Ophthalmics, Paris, France | S5.9100 | viscoelastic |
DK Westcott style Stitch Scissors, Curve | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 1-501 | Curve |
Pierse Notched Forceps, 0,3mm Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-100-1E | 0,3mm straigh |
DK Harms-Tubingen Straight Tying Forceps | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-504E | 6mm |
DK Needle Holder, Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 3-201 | 9mm straigh |
Medications and solutions | |||
Unitropic 1% gtt. | UNIMED PHARMA spol. s r.o., Bratislava, Slovak republic | tropicamidum 10 mg/ml | eye drops |
Diprophos | Merck Sharp & Dohme B.V., Haarlem, Netherlands | betamethasonum 7 mg/ml | 1ml |
Alcon BSS Irrigation Solution | Alcon, Geneva, Switzerland | balance salt solution (BSS) | 500ml |
Betaisodona | Mundipharma, Cambridge, United Kingdom | povidon-Iodine 1g/10ml | 30ml |
Depo-medrol 120mg | Pfizer, New Yourk, USA | methylprednisolon | 5ml/200mg |
Shotapen | Virbac Carros Cedex, France | benzylpenicillin, dihydrostreptomycin | 250ml |
Flunixin a.u.v. | Norbrook, Newry, Northern Ireland | flunixinum 50,0 mg | 250ml |
Tramal 100MG/2ML | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadol | 2ml |
Zoletil 100 | Virbac Carros Cedex, France | tiletamine, zolazepam | 100mg |
Narkeran 10 | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | ketamin | 2ml |
Rometar 20mg/ml | Spofa pharmaceutica, Prague, Czech republic | xylazinum | 20mg |
Braunol 75mg/g | B.Braun medical, Prague, Czech republic | povidone iodine | 75mg/g |
Propofol 1% MCT/LCT | Fresenius Kabi, Bad Homburg, Deutschland | propofol | 10mg/1ml |
Isoflurane 100% Inhalation vapour, liquid | Piramal Critical Care Limited, West Drayton, United Kingdom | isoflurane | 100% |
Benoxi gtt. 4mg/1ml | Unimed pharma, Bratislava, Slovakia | oxybuprakaine | 10ml |
Neosynephrin POS 10% gtt. | Ursapharm , Saarbrücken, Deutschland | fenylefrin chloride | 10ml |
Ophthalmo-framykoin 1X5GM | Zentiva a.s., Prague, Czech republic | bacitracin zinc/hydrocortisone acetate/hydrocortisoneacetate/neomycin sulfate | 5mg |
Floxal ung. | Dr. Gerhard Mann Chem.-Pharm. Fabrik, Berlin, Germany | ofloxacin | 0.30% |
Eficur inj. | Hipra, Amer, Spain | ceftiofurum hydrochloridum | 50mg / 1ml |
Draxxin | Zoetis Inc., New Jersey, USA | tulathromycinum | 100mg / 1ml |
Tramal | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadoli hydrochloridum | 100mg / 2ml |
Xylapan | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | xylazinum | 0.4 mg/kg |
Proparacaine hydrochlorid ophthalmic solution 0,5% | Bausch&Lomb Incorporated Tampa, FL, USA | Proparacaine hydrochlorid | 0.50% |
Prograf | Astellas Pharma, Deerfield, Illinois, USA | Tacrolimus powder | 1mg |
Cell carrier, cultivated cells cultures, and implantation injector | |||
Falcon Cell Culture Inserts | Corning Inc., Kenneburg, ME, USA | 353103 | |
TrypLE Express Enzyme (1X) | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 12604021 | |
DMEM/F-12 | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 11320033 | |
Biolaminin 521 LN (LN521) | BioLamina, Sundbyberg, Sweden | LN521-02 | |
GlutaMAX Supplement | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 35050061 | |
2-Mercaptoethanol | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | J66742.0B | |
Penicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich, San Luis, Mi, USA | P4333 | |
CRALBP | Novus Biologicals, Abingdon, UK | NB100-74392 | |
Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific, Germany | 21202 |