Denne artikkelen beskriver hvordan du utfører de vivo (ved hjelp av overflate- og nåleelektrodearrayer) og ex vivo (ved hjelp av en dielektrisk celle) elektrisk impedansmyografi på gnagermuskelen. Det vil demonstrere teknikken hos både mus og rotter og detaljere modifikasjonene som er tilgjengelige (dvs. overvektige dyr, valper).
Elektrisk impedans myografi (EIM) er en praktisk teknikk som kan brukes i prekliniske og kliniske studier for å vurdere muskelvev helse og sykdom. EIM oppnås ved å påføre en lavintensitet, retningsfokusert, elektrisk strøm til en muskel av interesse over en rekke frekvenser (dvs. fra 1 kHz til 10 MHz) og registrere de resulterende spenningene. Fra disse oppnås flere standardimpedanskomponenter, inkludert reaktans, motstand og fase. Ved utførelse av ex vivo-målinger på skåret muskel kan vevets iboende passive elektriske egenskaper, nemlig ledningsevne og relativ permittivitet, også beregnes. EIM har blitt brukt mye hos dyr og mennesker for å diagnostisere og spore muskelendringer i en rekke sykdommer, i forhold til enkel disuse atrofi, eller som et mål for terapeutisk intervensjon. Klinisk tilbyr EIM potensialet til å spore sykdomsprogresjon over tid og å vurdere effekten av terapeutiske inngrep, og dermed gi muligheten til å forkorte varigheten av kliniske studier og redusere kravene til prøvestørrelse. Fordi det kan utføres ikke-invasivt eller minimalt invasivt i levende dyremodeller så vel som mennesker, tilbyr EIM potensialet til å tjene som et nytt translasjonsverktøy som muliggjør både preklinisk og klinisk utvikling. Denne artikkelen gir trinnvise instruksjoner om hvordan du utfører de vivo og ex vivo EIM-målinger hos mus og rotter, inkludert tilnærminger for å tilpasse teknikkene til spesifikke forhold, for eksempel for bruk hos valper eller overvektige dyr.
Elektrisk impedansmyografi (EIM) gir en kraftig metode for å vurdere muskeltilstand, som potensielt muliggjør diagnostisering av nevromuskulære lidelser, sporing av sykdomsprogresjon og vurdering av respons på terapi 1,2,3. Det kan brukes analogt til dyresykdomsmodeller og mennesker, noe som muliggjør relativt sømløs oversettelse fra prekliniske til kliniske studier. EIM-målinger oppnås enkelt ved hjelp av fire lineært plasserte elektroder, med de to ytre som påfører en smertefri, svak elektrisk strøm over en rekke frekvenser (vanligvis mellom 1 kHz og ca. 2 MHz), og de to indre registrerer de resulterende spenningene1. Fra disse spenningene kan impedansegenskapene til vevet oppnås, inkludert motstanden (R), et mål på hvor vanskelig det er for strøm å passere gjennom vevet, og reaktansen (X) eller “ladningsevnen” til vevet, et mål relatert til vevets evne til å lagre ladning (kapasitans). Fra reaktansen og motstanden beregnes fasevinkelen (θ) via følgende ligning: , som gir et enkelt summativt impedansmål. Slike målinger kan oppnås ved bruk av en hvilken som helst multifrekvent bioimpedansanordning. Siden myofibre i hovedsak er lange sylindere, er muskelvev også svært anisotropt, med strøm som flyter lettere langs fibre enn over dem 4,5. Dermed utføres EIM ofte i to retninger: med matrisen plassert langs fibrene slik at strømmen går parallelt med dem, og over muskelen slik at strømmen strømmer vinkelrett på dem. I tillegg, i ex vivo-målinger, hvor et kjent volum vev måles i en impedansmålingscelle, kan muskelens iboende elektriske egenskaper (dvs. ledningsevnen og relativ permittivitet) utledes6.
Begrepet “nevromuskulære lidelser” definerer et bredt spekter av primære og sekundære sykdommer som fører til strukturell muskelendring og dysfunksjon. Dette inkluderer amyotrofisk lateralsklerose og ulike former for muskeldystrofi, samt enklere endringer relatert til aldring (f.eks. Sarkopi), ubruksatrofi (f.eks. På grunn av langvarig bedrest eller mikrogravitasjon) eller til og med skade7. Mens årsakene er rikelig og kan stamme fra motorneuronet, nerver, nevromuskulære veikryss eller selve muskelen, kan EIM brukes til å oppdage tidlige endringer i muskelen på grunn av mange av disse prosessene og for å spore progresjon eller respons på terapi. For eksempel, hos pasienter med Duchenne muskeldystrofi (DMD), har EIM vist seg å oppdage sykdomsprogresjon og respons på kortikosteroider8. Nylig arbeid har også vist at EIM er følsom for varierende brukstilstander, inkludert fraksjonell tyngdekraft9, som det ville bli opplevd på månen eller Mars, og effekten av aldring10,11. Til slutt, ved å bruke prediktive og maskinlæringsalgoritmer til datasettet oppnådd med hver måling (multifrekvens og retningsavhengige data), blir det mulig å utlede histologiske aspekter av vevet, inkludert myofiberstørrelse 12,13, inflammatoriske forandringer og ødem14, og bindevev og fettinnhold 15,16.
Flere andre ikke-invasive eller minimalt invasive metoder brukes også til å evaluere muskelhelsen hos mennesker og dyr, inkludert nålelektromyografi17 og bildebehandlingsteknologier som magnetisk resonansavbildning, datastyrt tomografi og ultralyd18,19. EIM demonstrerer imidlertid forskjellige fordeler sammenlignet med disse teknologiene. For eksempel registrerer elektromyografi bare de aktive elektriske egenskapene til myofibermembranene og ikke de passive egenskapene, og kan dermed ikke gi en sann vurdering av muskelsammensetning eller struktur. I en viss henseende er bildebehandlingsmetoder nærmere knyttet til EIM, da de også gir informasjon om strukturen og sammensetningen av vev. Men på en eller annen måte gir de for mye data, noe som krever detaljert bildesegmentering og ekspertanalyse i stedet for bare å gi en kvantitativ utgang. Dessuten, gitt deres kompleksitet, blir bildebehandlingsteknikker også sterkt påvirket av detaljene i både maskinvaren og programvaren som brukes, og krever ideelt sett bruk av identiske systemer slik at datasett kan sammenlignes. I motsetning til dette betyr det faktum at EIM er mye enklere at det er mindre påvirket av disse tekniske problemene og ikke krever noen form for bildebehandling eller ekspertanalyse.
Følgende protokoll demonstrerer hvordan man utfører de vivo EIM hos rotter og mus, ved bruk av både ikke-invasive (overflatearray) og minimalt invasive (subdermal needle array) teknikker, samt ex vivo EIM på nyskåret muskel.
Denne artikkelen gir de grunnleggende metodene for å utføre EIM hos gnagere, både in vivo og ex vivo. For å oppnå pålitelige målinger er det viktig å utføre en rekke trinn. Først må man riktig identifisere muskelen av interesse, da hver muskel vil ha forskjellige responser på sykdommer, behandling og patologi. Man må være oppmerksom på at dataene som er oppnådd på en muskel (f.eks. Gastrocnemius) ikke vil gi samme informasjon som på en annen muskel (f.eks. Tibialis anterior). For det a…
The authors have nothing to disclose.
Dette arbeidet ble støttet av Charley’s Fund og NIH R01NS055099.
3D Printer | Formlabs Inc. | Form 2 Desktop | 3D printer |
3D Printer | Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD | Creality Ender 3 V2 | 3D printer |
3M Micropore surgical tape | Fisher | 19-027761 and 19-061655 | models 1530-0 and 1530-1 |
3M TRANSPORE surgical tape | Fisher | 18-999-380 and 18-999-381 | models 1527-0 and 1527-1 |
Connector header vertical 10 POS 1 mm spacing | Digi-Key (Sullins connector solution) | S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK) | Plastic spacer 1 mm holes for the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
Cotton-tipped applicators | Fisher | 22-363-172 | |
Dental Wax | Fisher | NC9377103 | |
Depilatory agent | NAIR | NA | hair remover lotion with softening baby oil |
Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | No. 11270-20 | Used for dissection, Style: #7b, Tip Shape: Curved, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 mm x 0.1 mm, Alloy/Material: Inox, Length: 11 cm |
Electronic Digital Caliper | Fisher | 14-648-17 | Used to measure out the dimensions of the Gastrocnemius muscle |
Epoxy adhesive dual cartridge 4 min work life | Devcon | series 14265, model 2217 | Glue used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
Ex vivo dielectric impedance cell | Custom | NA | Dielectric cells were 3D printed in the Rutkove laboratory |
Graefe Forceps | Fine Science Tools | No. 11051-10 | Used for muscle to place and adjust, Length: 10 cm, Tip Shape: Curved, Tips: Serrated, Tip Width: 0.8 mm, Tip Dimensions: 0.8 mm x 0.7 mm, Alloy/Material |
Hair clipper | Amazon | NA | Wahl professional animal BravMini+ |
Impedance Animal Device | Myolex | EIM1103 | mView system – investigational electrical impedance myography device for use in animal research |
In vivo needle arrays | Custom | NA | Custom arrays using 27 G subdermal needles from Ambu. The construction was finalized using a 3D printer in the Rutkove laboratory |
In vivo surface array | Custom | NA | The in vivo surface array was printed and assembled in the Rutkove laboratory |
Isoflurane | Patterson Veterinary Supplies | 07-893-8441 (NDC: 46066-755-04) | Pivetal – 250 mL bottle |
Non-woven gauze | Fisher | 22-028-559 | 2 x 2 inch |
Polystyrene Weighing Dishes | Fisher | S67090A | Dimensions (L x W x H): 88.9 mm x 88.9 mm x 25.4 mm |
Razor Blades | Fisher | 12-640 | Used to cut muscle to right dimensions, Single-edge carbon steel blades |
Student Fine Scissors | Fine Science Tools | No. 91460-11 | Used for dissection, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Student Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 20 mm, Length: 11.5 cm, Feature: Student Quality |
Subdermal needles 27 G Neuroline | Ambu | 745 12-50/24 | Needles used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
Surgical Scissors – Sharp | Fine Science Tools | No. 14002-13 | Used to cut skin, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 42 mm, Length: 13 cm |
TECA ELITE monopolar needle electrodes | Natus | 902-DMG50-S | 0.46 mm diameter (26 G). Blue hub |
Teknova 0.9% saline solution | Fisher | S5815 | 1000 mL sterile |