このプロトコルは、マウス脂肪デポーの解剖および内皮細胞集団を遊離させてから同定するためのそれぞれの動脈の単離および消化のための方法を詳述する。ダウンストリームアプリケーションで使用される新たに単離された細胞は、血管細胞生物学と血管機能障害のメカニズムの理解を促進します。
血管系の壁を覆う血管内皮細胞は、血管緊張調節、バリア機能、血管新生など、さまざまな生理学的プロセスにおいて重要な役割を果たしています。内皮細胞機能障害は、重篤な心血管疾患の進行の特徴的な予測因子および主要な推進力ですが、根本的なメカニズムは十分に理解されていません。さまざまな血管床から内皮細胞を天然の形で分離して分析する機能により、心血管疾患のプロセスに関する洞察が得られます。このプロトコルは、マウスの皮下脂肪組織および腸間膜脂肪組織の解剖の手順を示し、続いてそれぞれの動脈血管系を分離します。次に、単離された動脈は、機能的に生存可能な内皮細胞の遊離に焦点を当てた消化酵素の特定のカクテルを使用して消化されます。消化された組織は、内皮細胞同定の陽性のマーカーとしてCD31+/CD45−細胞を用いたフローサイトメトリー分析によって評価されます。細胞は、即時下流の機能アッセイのために選別することも、初代細胞株の生成に使用することもできます。異なる血管床から動脈を分離および消化する技術は、研究者が関心のある動脈から新たに分離された血管細胞を評価するためのオプションを提供し、特定の細胞タイプに対して幅広い機能試験を実行できるようにします。
内皮細胞は、バリア機能、血管新生、血管緊張調節など、さまざまな生理学的プロセスにおける重要な役割でよく認識されています1,2。内皮細胞機能障害は、アテローム性動脈硬化症、高血圧、糖尿病などの促進において十分に文書化されているが、内皮機能障害を引き起こす根本的なメカニズムは十分に理解されていないままであり、異なる血管床間で異なる可能性が高い2、3、4。内皮細胞機能不全のこれらの病理学的メカニズムを解明する努力は、組織からの内皮細胞の純粋な集団へのアクセスが制限されていること、および/または培養中の内皮細胞の表現型変化によって挑戦されています5,6。したがって、さまざまな血管床から内皮細胞を天然の形で分離して分析を実行できることで、心血管疾患のプロセスに関する洞察が得られます。
このプロトコルは、マウスから皮下脂肪組織および腸間膜脂肪組織を解剖し、続いてそれぞれの動脈血管系を分離する手順を示しています。動脈壁を覆う機能的に生存可能な内皮細胞は、酵素の特定のカクテルを使用して遊離されます。分析のために生体分子マーカーを無傷に保ちながら、<1 mgの出発組織から内皮細胞の十分な収量を得るために、消化プロトコルの条件を最適化するために特別な注意が払われました。単離された内皮細胞は、次にフローサイトメトリーを用いて同定されます。CD31(PECAM)の存在は、主に内皮細胞を同定するために使用されます。CD45も発現する造血起源のいくつかを含む他の細胞型におけるCD31の発現に起因して、単離された内皮細胞の純度は、CD31およびCD45の両方を発現する細胞の排除によってさらに増強された5、6、7、8。さらに、研究課題と採用するダウンストリームアプリケーションに応じて、研究者は、目的の細胞集団の純度を最適化するために、ポジティブおよびネガティブの選択マーカーの広範なパネルを選択することを検討する必要があります。
脂肪デポー動脈を解剖して単離する技術は、以前の出版物9,10,11,12,13で使用されてきたが、埋め込まれた動脈の単離を記述する詳細なプロトコルはまだ提示されていない。特定の対象種の異なる血管床からの動脈の単離および消化の技術を実証することは、研究者が関心のある動脈から新たに分離された血管細胞を評価し、特定の細胞タイプに対して幅広い機能試験を実行することを可能にするオプションを提供します。検査には、細胞選別および膜タンパク質発現のためのフローサイトメトリー5,8、イオンチャネル活性のための電気生理学9、分子プロファイリング(プロテオミクス/ゲノム解析など)が含まれますが、これらに限定されません。14、15、およびインビトロでの薬物スクリーニングのための初代細胞株の作製16、17。
内皮機能障害は重篤な疾患状態の前兆であり、アテローム性動脈硬化症、高血圧、脳卒中の発症を促進する可能性があります3,23。所与の病的状態における内皮機能障害の根底にある同定されたメカニズムは多数あるが、別個の血管床は病的状態によって異なる影響を受ける可能性が高い4,24。さらに、異なる心血管危険因子(例えば、肥満、高血圧、脂質異常症、喫煙、糖尿病)は、様々な異なるメカニズムを通じて機能障害を誘発する23,25。したがって、疾患の確立された動物モデルまたはアクセス可能なヒト組織から内皮細胞集団を分離し、in vivo環境から直ちに除去された細胞に対してアッセイを実行することが重要です。この方法で細胞を単離することは、培養中の細胞を研究するよりも、培養によって誘発される表現型の変化がないという点で独自の利点があります5,6。さらに、不均一な内皮細胞集団を含む、インビボ26、27で観察されるように(フローアシスト細胞ソーティングを用いてさらに分離することができることと)、生きている生物からインビボ環境によりよく知らせる。最後に、この方法は、多数の動物モデルおよび潜在的にヒト組織の調査に適用可能であり、そのような必要性が正当化される場合、初代細胞培養株を生成するために使用することができる。
このプロトコルの重要なステップ、およびここに提示されていないさまざまな血管床または細胞タイプに対して最も調整する必要があるステップは、血管組織の消化です。このステップは、細胞収量を低下させることなく、細胞の健康状態に合わせて最適化する必要があります。使用する特定の酵素と消化期間は、細胞の健康状態と収量を最適化してダウンストリームアッセイを適切に実行できるようにするために重要です。皮下および腸間膜内皮細胞におけるフローサイトメトリーによって検出されるように、CD36の膜発現の同定のために(図4)、パッチクランプ電気生理学28 のために最初に設計された消化プロトコルの修正バージョンが開発されました。これには、パッチクランプ研究に必要なフローサイトメトリーの要求をよりよく満たすために細胞収量を増やすために、コラゲナーゼIの消化時間を30分に延長することが含まれていました。この改変は細胞の健康にある程度影響を与える可能性があるため、フローサイトメトリー解析では細胞生存率染色剤を使用し、このプロトコルに従って生存可能な内皮細胞のみが評価されるようにしました(図3)。血管組織から細胞を単離することを目的とした研究では、望ましいアプローチを評価する前に、細胞生存率のマーカーを含めることをお勧めします。
記載されたプロトコルは、マウス由来の≤1mgの動脈サンプルから分析および下流アプリケーションのための生存可能な内皮細胞を遊離するのに十分である。ただし、目的の動脈を異なる組織または生物(ヒトなど)から分離し、動脈質量を大幅に異なる場合、目的の細胞集団を効率的に分離するために、消化酵素含有量とインキュベーション期間を最適化する必要があります。ここで提示された皮下および腸間膜床よりもさらに少量の開始組織で始まるいくつかの血管床(例えば、冠状動脈)では、サンプルごとに数匹のマウスからの動脈のプールが必要な場合があります。.実際、これは、アウトカムアプローチが比較的高い細胞収量を必要とすることを考えると、任意の血管床にとって必要なステップであり得る。主な制限は、サンプル消化ごとのばらつきの性質上、同じ血管床からの場合でも、細胞収量がバッチ間で大幅に異なる場合があることです。これは、データの分析時に問題を引き起こす可能性があるため、必要に応じて正規化を使用して考慮する必要があります。たとえば、CD36の発現は、皮下脂肪動脈と腸間膜脂肪動脈の個々のサンプルにわたる細胞収量の変化により、生データで非常に変動しました。したがって、生データは、この方法がバッチの違いを補正すると仮定して、CD31+CD45-平均蛍光強度に正規化されました(図4)。もちろん、アプローチによっては、より高度な統計分析と正規化方法が必要になる場合があります。
要約すると、この論文は、マウスの皮下動脈と腸間膜動脈を解剖、分離、消化して、目的の内皮標的の発現および/または機能を調べる方法を提示します。提示されたプロトコルを変更することで、異なる血管床および細胞型(例えば、平滑筋細胞)を調査することができる。このプロトコルは、利用可能な多数の実験的アプローチの基礎として、血管細胞生物学および血管機能障害のメカニズムの理解を前進させる可能性を秘めています。
The authors have nothing to disclose.
優秀な科学者、同僚、そして親愛なる友人であるリッチウェストの愛情のこもった思い出の中で。デラウェア大学フローサイトメトリーおよびバイオイメージングコアは、デラウェアバイオテクノロジー研究所の一部として、私たちの研究への継続的な貢献に感謝します。また、原稿の慎重なレビューと編集をしてくれたエマ・ハジンズにも感謝します。私たちの研究は、国立総合医学研究所P20GM113125-6564(I.S.ファンチャー)によってサポートされています。このプロジェクトは、国立衛生研究所とデラウェア州(I.S.ファンチャー)からのNIGMS(P20GM103446)からの助成金、およびデラウェア大学総合大学研究助成金(I.S.ファンチャー)によるデラウェアINBREプログラムによってもサポートされました。この内容は著者の責任であり、必ずしもNIHの公式見解を表すものではありません。
Tissue dissection tools | |||
5 forceps (2) | Fine Science Tools | 11252-00 | For isolation of mesenteric adipose depot and arteries transfer |
55 forceps (2) | Fine Science Tools | 11295-51 | For parenchymal adipose removal |
Curved Bonn scissors | Fine Science Tools | 14061-10 | For isolation of mesenteric adipose depot |
Graefe forceps | Fine Science Tools | 11051-10 | For general dissection steps and isolation of subcutaneous adipose depot |
Straight Bonn scissor | Fine Science Tools | 14060-09 | For general dissection steps and isolation of subcutaneous adipose depot |
Stereoscope with light source | Laxco | Z230PT40 | For parenchymal adipose removal and artery isolation |
Digestive enzymes for Artery Digestion | |||
Collagenase Type I | Wothington-BioChem | LS004194 | |
Dispase (Neutral Protease) | Wothington-BioChem | LS02110 | |
Elastase | Wothington-BioChem | LS002292 | |
Solutions Recipes | |||
HEPES Buffer, pH 7.4 | Final concentration | ||
Calcium chloride dihydrate | J.T.Baker | 1332-1 | 2 mM |
Dextrose (D-glucose) anhydrous | Fisher | D16-500 | 10 mM |
HEPES | Fisher | BP310-500 | 10 mM |
Magnesium Chloride | Fisher | M33-500 | 1 mM |
Potassium Chloride | Fisher | P217-500 | 5 mM |
Sodium chloride | Oxoid | LP0005 | 145 mM |
Dissociation Solution, pH 7.30-7.40 | |||
Dextrose (D-glucose) anhydrous | Fisher | D16-500 | 10 mM |
HEPES | Fisher | BP310-500 | 10 mM |
Magnesium Chloride | Fisher | M33-500 | 2 mM |
Potassium Chloride | Fisher | P217-500 | 56 mM |
Sodium chloride | Oxoid | LP0005 | 55 mM |
Sodium L-Glutamate monohydrate | TCI | G0188 | 80 mM |
Flow Cytometry Analyses | |||
5 mL Polystyrene round-bottom tube with cell-strainer cap | Falcon | 352235 | |
CD31-PE | Miltenyi Biotec | 130-119-653 | 0.75µg/sample |
CD36-APC | R&D Systems | AF2519 | 2.5µg/ sample |
CD45-FITC | BioLegend | 103108 | 2.5µg/ sample |
Live/Dead Fixable Violet Dead Cell Staining kit (cell viability stain) | Invitrogen | L34955 | 1µL/sample |