Trapianto di fegato suino senza bypass veno-venoso come modello di donatore a criteri estesi
Summary
In questo protocollo viene descritto un modello di trapianto di fegato ortotopico suino dopo conservazione statica a freddo di organi donatori per 20 ore senza l’uso di un bypass veno-venoso durante l’attecchimento. L’approccio utilizza una tecnica chirurgica semplificata con minimizzazione della fase anepatica e sofisticata gestione del volume e del vasopressore.
Abstract
Il trapianto di fegato è considerato il gold standard per il trattamento di una varietà di malattie epatiche fatali. Tuttavia, i problemi irrisolti del fallimento cronico del trapianto, la carenza di donatori di organi in corso e l’aumento dell’uso di innesti marginali richiedono il miglioramento dei concetti attuali, come l’implementazione della perfusione tra organi e macchine. Al fine di valutare nuovi metodi di ricondizionamento e modulazione dell’innesto, sono necessari modelli traslazionali. Per quanto riguarda le somiglianze anatomiche e fisiologiche con l’uomo e i recenti progressi nel campo dello xenotrapianto, i suini sono diventati le principali specie animali di grandi dimensioni utilizzate nei modelli di trapianto. Dopo l’introduzione iniziale di un modello di trapianto di fegato ortotopico suino da parte di Garnier et al. nel 1965, diverse modifiche sono state pubblicate negli ultimi 60 anni.
A causa di tratti anatomici specifici specifici, un bypass veno-venoso durante la fase anepatica è considerato una necessità per ridurre la congestione intestinale e l’ischemia con conseguente instabilità emodinamica e mortalità perioperatoria. Tuttavia, l’implementazione di un bypass aumenta la complessità tecnica e logistica della procedura. Inoltre, in precedenza sono state riportate complicanze associate come embolia aerea, emorragia e la necessità di una splenectomia simultanea.
In questo protocollo, descriviamo un modello di trapianto di fegato ortotopico suino senza l’uso di un bypass veno-venoso. L’attecchimento di fegati donati dopo una conservazione statica a freddo di 20 ore – simulando condizioni donatrici a criteri estesi – dimostra che questo approccio semplificato può essere eseguito senza alterazioni emodinamiche significative o mortalità intraoperatoria e con un regolare assorbimento della funzionalità epatica (come definito dalla produzione di bile e dal metabolismo del CYP1A2 specifico del fegato). Il successo di questo approccio è assicurato da una tecnica chirurgica ottimizzata e da una sofisticata gestione anestesiologica del volume e del vasopressore.
Questo modello dovrebbe essere di particolare interesse per i gruppi di lavoro incentrati sul decorso postoperatorio immediato, sul danno da ischemia-riperfusione, sui meccanismi immunologici associati e sul ricondizionamento degli organi donatori con criteri estesi.
Introduction
Il trapianto di fegato rimane l’unica possibilità di sopravvivenza in una varietà di malattie diverse che portano a insufficienza epatica acuta o cronica. Dalla sua prima applicazione di successo nell’umanità nel 1963 da parte di Thomas E. Starzl, il concetto di trapianto di fegato si è evoluto in un’opzione di trattamento affidabile applicata in tutto il mondo, principalmente come risultato dei progressi nella comprensione del sistema immunitario, dello sviluppo della moderna immunosoppressione e dell’ottimizzazione delle cure perioperatorie e delle tecniche chirurgiche 1,2 . Tuttavia, l’invecchiamento della popolazione e una maggiore domanda di organi hanno portato a carenze di donatori, con un maggiore uso di innesti marginali da donatori con criteri estesi e l’emergere di nuove sfide negli ultimi decenni. Si ritiene che l’introduzione e l’implementazione diffusa della perfusione organo-macchina apra una serie di possibilità per quanto riguarda il ricondizionamento e la modulazione del trapianto e contribuisca a mitigare le carenze di organi e a ridurre la mortalità in lista d’attesa 3,4,5,6.
Per valutare questi concetti e i loro effetti in vivo, sono necessari modelli di trapianto traslazionale7. Nel 1983, Kamada et al. hanno introdotto un efficiente modello di trapianto di fegato ortotopico nei ratti che da allora è stato ampiamente modificato e applicato da gruppi di lavoro in tutto il mondo 8,9,10,11. Il modello di trapianto di fegato ortotopico nei topi è tecnicamente più impegnativo, ma anche più prezioso in termini di trasferibilità immunologica, ed è stato riportato per la prima volta nel 1991 da Qian et al.12. Nonostante i vantaggi in termini di disponibilità, benessere degli animali e costi, i modelli di roditori sono limitati nella loro applicabilità in ambito clinico7. Quindi, sono necessari modelli animali di grandi dimensioni.
Negli ultimi anni, i maiali sono diventati le principali specie animali utilizzate per la ricerca traslazionale a causa delle loro somiglianze anatomiche e fisiologiche con gli esseri umani. Inoltre, gli attuali progressi nel campo degli xenotrapianti potrebbero aumentare ulteriormente l’importanza dei suini come oggetto di ricerca13,14.
Garnier et al. hanno descritto un modello di trapianto di fegato nei suini già nel 196515. Diversi autori, tra cui Calne et al. nel 1967 e Chalstrey et al. nel 1971, successivamente riportarono modifiche, portando infine a un concetto sicuro e fattibile di trapianto sperimentale di fegato suino nei decenni successivi 16,17,18,19,20,21.
Più recentemente, diversi gruppi di lavoro hanno fornito dati relativi alle attuali problematiche del trapianto di fegato utilizzando una tecnica di trapianto di fegato ortotopico suino, che include quasi invariabilmente un bypass venovenoso attivo o passivo, cioè porto-caval,19,22. La ragione di ciò è un’intolleranza specie-specifica al bloccaggio della vena cava inferiore e della vena porta durante la fase anepatica a causa di un intestino relativamente più grande e di un minor numero di shunt porto-cavali o cavo-cavali (ad esempio, mancanza di una vena azygos), con conseguente aumento della morbilità perioperatoria e della mortalità23. Le tecniche di trapianto di vena cava inferiore applicate in riceventi umani come alternativa non sono fattibili in quanto la vena cava suina inferiore è racchiusa da tessuto epatico23.
Tuttavia, l’utilizzo di un bypass veno-venoso aumenta ulteriormente la complessità tecnica e logistica in una procedura chirurgica già impegnativa, impedendo quindi ai gruppi di lavoro di tentare del tutto l’implementazione del modello. Oltre agli effetti fisiologici e immunologici diretti di un bypass, alcuni autori hanno sottolineato la significativa morbilità come la perdita di sangue o l’embolia aerea durante il posizionamento dello shunt e la necessità di una splenectomia simultanea, che potenzialmente influisce sui risultati a breve e lungo termine dopo l’attecchimento24,25.
Il seguente protocollo descrive una semplice tecnica di trapianto di fegato ortotopico suino dopo conservazione statica a freddo di organi donatori per 20 ore, che rappresenta criteri estesi condizioni del donatore senza l’uso di un bypass veno-venoso durante l’attecchimento, incluso l’approvvigionamento di fegato del donatore, la preparazione del back-table, l’epatectomia ricevente e la gestione anestesiologica pre e intraoperatoria.
Questo modello dovrebbe essere di particolare interesse per i gruppi di lavoro chirurgici incentrati sul decorso postoperatorio immediato, sul danno da ischemia-riperfusione, sul ricondizionamento degli organi donatori a criteri estesi e sui meccanismi immunologici associati.
Protocol
Representative Results
Discussion
I recenti sviluppi tecnici come l’introduzione della perfusione meccanica hanno il potenziale per rivoluzionare il campo del trapianto di fegato. Al fine di tradurre i concetti di ricondizionamento o modifica dell’innesto in contesti clinici, sono inevitabili modelli di trapianto riproducibili in animali di grandi dimensioni.
Dopo l’introduzione iniziale del trapianto di fegato ortotopico suino, diversi autori hanno lavorato al miglioramento di queste tecniche negli ultimi cinquant’anni. Le di…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Gli autori ringraziano Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel e Ingrid Meder per la loro diligenza e impegno. Inoltre, gli autori ringraziano Tom Figiel per aver prodotto il materiale fotografico.
Materials
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 – 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
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