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Biologia

산화중수소를 사용한 갈색 지방 조직에서 de novo 지방산 합성의 정량적 측정

Published: May 12, 2023
doi:
10.3791/64219
, , ,
1UCD Conway Institute and UCD Institute of Food and Health, School of Agriculture and Food Science,University College Dublin, 2Division of Endocrinology,Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, Cincinnati, 3Division of Developmental Biology,Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, Cincinnati, 4Department of Pediatrics,University of Cincinnati College of Medicine

Summary

여기에서는 생체 내 갈색 지방 조직의 총 지방산 de novo 지방 형성 분석을 위해 산화중수소 및 가스 크로마토그래피 질량분석법(GCMS)을 활용하는 저렴한 정량 분석법을 제시합니다.

Abstract

지방산 합성은 전신 대사 항상성 및 기타 생리학적 및 병리학적 과정을 제어하는 데 중요한 기능적 역할을 하는 복잡하고 에너지가 많이 필요한 대사 경로입니다. 포도당 처리와 같은 다른 주요 대사 경로와 달리 지방산 합성은 일상적으로 기능적으로 평가되지 않아 대사 상태에 대한 불완전한 해석으로 이어집니다. 또한 해당 분야의 신규 이민자에게 적합한 공개적으로 사용 가능한 세부 프로토콜이 부족합니다. 여기에서는 생체 내 갈색 지방 조직에서 총 지방산 de novo 합성 분석을 위해 산화중수소 및 가스 크로마토그래피 질량분석법(GCMS)을 활용하는 저렴한 정량 분석법을 설명합니다. 이 방법은 탄소원과 독립적으로 지방산 합성효소 생성물의 합성을 측정하며, 거의 모든 조직, 모든 마우스 모델 및 외부 섭동 하에서 잠재적으로 유용합니다. GCMS 및 다운스트림 계산을 위한 샘플 준비에 대한 세부 정보가 제공됩니다. 우리는 높은 수준의 de novo 지방산 합성과 대사 항상성 유지에 중요한 역할로 인한 갈색 지방 분석에 중점을 둡니다.

Introduction

비만과 관련 대사 질환은 현재와 미래 세대를 위험에 빠뜨리는 전염병이다 1,2. 일반적으로 에너지 섭취와 소비 사이의 불균형의 결과로 단순화되는 비만과 관련된 대사 조절 장애는 환경 및 내인성 요인에 의해 조절되는 많은 대사 경로에 영향을 미친다3. 그러나 대사 조절 장애의 동물 모델에서 일상적으로 테스트되는 경로는 소수에 불과합니다.

예를 들어, 포도당 폐기는 포도당 및 인슐린 내성 검사에 의해 일상적으로 측정되는데, 이는 휴대용 혈당 모니터의 사용이 간편하기 때문일 수 있다4. 전신 포도당 및 지질 산화 상대 속도는 또한 간접 열량계 분석의 호흡 교환 비율을 기반으로 일상적으로 추정됩니다 5,6. 그러나 신진대사의 다른 모든 측면의 대부분은 일상적으로 기능적으로 평가되지 않습니다. 이로 인해 신진대사 상태에 대한 불완전한 해석과 치료 옵션을 놓치게 됩니다. 이러한 주요 경로 중 하나는 de novo lipogenesis입니다.

DNL(De novo lipogenesis)은 전구체에서 새로운 지방산이 생성되는 과정입니다. 포도당은 전신 DNL7에 기여하는 주요 전구체로 간주되지만, 아세테이트, 과당, 젖산 및 분지 사슬 아미노산과 같은 다른 전구체는 공간 및 조건에 따라 관련 탄소원으로 나타났습니다 8,9,10,11,12. DNL은 대사 항상성에 중요한 기여를 하며 정상적인 발달에 필수적이다13. 또한 DNL의 변화는 암14,15 및 대사16,17,18 및 심혈관 질환19,20과 관련이 있습니다.

DNL 경로는 핵심 효소 성분인 ATP 시트르산염 리아제(ACLY), 아세틸-CoA 카르복실라아제(ACC1/2) 및 지방산 합성효소(FAS)로 구성되며, 이들은 주로 16탄소 포화 지방산인 팔미테이트를 생성합니다. 그러나, 홀수 사슬 및 분지쇄 지방산은 또한 더 낮은 비율로 생산될 수 있다9. 엘롱가제(Elongase) 및 탈포화효소(desaturase)는 이러한 지방산을 추가로 변형시켜 다양한 기능(예: 장기 에너지 저장 및 막 유동성 조작)에 유용한 다양한 범위의 지방산 종을 생성합니다.

DNL 효소 기계의 발현은 소수의 전사 인자에 의해 제어됩니다. 현재까지 가장 잘 설명된 것은 스테롤 조절 요소 결합 단백질(SREBP) 계열, 탄수화물 반응 요소 결합 단백질(ChREBP) 및 간 X 수용체(LXR)21,22,23,24,25,26입니다. 기능의 명백한 중복에도 불구하고 세포 유형 우성 및 생리학적 또는 병리학적 조건에 기반한 개별 규정이보고되었습니다 21,22,27,28.

놀랍게도, DNL 경로의 선택된 단계에 대한 많은 억제제가 비만, 비알코올성 지방간 질환/비알코올성 지방간염(NAFLD/NASH) 및 심혈관 질환을 포함한 여러 질병에 대해 임상적 사용 승인을 받았거나 전임상 또는 임상 개발 단계에 있다29. 이러한 노력은 건강과 질병에 대한 DNL의 관련성을 강조합니다.

최근 몇 년 동안, de novo 지방산 합성을 정량적으로 평가하는 방법의 사용이 증가했다30. 이를 평가하는 가장 일반적인 방법은 DNL 기질 NAPDH, 아세틸-CoA 및 말로닐-CoA의 수소와의 중수소 교환을 통해 직접 및 간접적으로 합성하는 동안 무거운 표지된 수소가 아실 사슬에 통합되는 중질 표지수(D2O)를 사용하는 것입니다. 이 접근 방식이 인기를 얻고 있지만 이 분야의 신규 이민자에게 적합한 공개적으로 사용 가능한 세부 프로토콜이 부족합니다. 여기에서는 Lee et al.31이 이전에 개발한 계산을 사용하여D2O및 기체 크로마토그래피 질량분석법(GCMS)을 사용하여 FAS 생성물의 de novo 합성을 정량적으로 평가하는 방법을 간략하게 설명합니다. 이 방법은 탄소원과 독립적으로 de novo 지방산 합성을 측정하며, 거의 모든 조직, 모든 마우스 모델 및 외부 섭동 하에서 잠재적으로 유용합니다. 여기서는 DNL 수치가 높고 대사 항상성을 유지하는 데 중요한 역할을 하는 갈색 지방 조직(BAT)의 분석에 중점을 둡니다.

Protocol

모든 실험은 신시내티 아동 병원 메디컬 센터(Cincinnati Children’s Hospital Medical Center)의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다. 1.D2O의 제조 알림: 실험 변동을 피하려면 실험 기간 동안 모든 마우스에 충분한 용액/식수를 준비하십시오. 복강 내 주사의 경우: D 2 O 리터당 9g의 NaCl을 용…

Representative Results

1단계에서 설명한 D 2 O 투여량에 따라 일반적으로 체수가2.5%에서 6% 범위로 농축되고 체수분 내 중수소 농축의 기준 수준이 1시간 내에 빠르게 달성되고 8% 농축 음용수를 통해 연구 기간 동안 유지됨을 알 수 있습니다(그림 1). 지속적인 정상 상태 체수 농축은 6단계에서 사용된 계산의 가정이므로 새로운 실험 모델에서 체수 농축 역학의 실험적 검증을 권장합?…

Discussion

복잡한 대사 경로 간의 균형과 상호 작용을 이해하는 것은 대사 관련 질병의 생물학적 기초를 이해하는 데 없어서는 안될 단계입니다. 여기에서, 우리는 de novo 지방산 합성의 변화를 결정하기 위한 비침습적이고 저렴한 방법론을 보여줍니다. 이 방법은 지방산 중수소 농축(31)으로부터 새로운 합성 플럭스를 추정하기 위한 계산과 체수(39)에서D2…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

귀중한 토론을 해주신 Sanchez-Gurmacches와 Wallace 연구실 구성원에게 감사드립니다. 이 연구는 미국 심장 협회(18CDA34080527 JSG 및 19POST34380545 – RM), NIH(R21OD031907 – JSG), CCHMC Trustee Award, CCHMC Center for Pediatric Genomics Award, CCHMC Center for Mendelian Genomics & Therapeutics Award의 보조금으로 지원되었습니다. 이 연구는 신시내티에 있는 소화기 질환 연구 핵심 센터의 NIH P30 DK078392에 의해 부분적으로 지원되었습니다. 내용은 전적으로 저자의 책임이며 반드시 미국 국립보건원(National Institutes of Health)의 공식 견해를 나타내는 것은 아닙니다. RT와 MW는 UCD Ad Astra Fellowship의 지원을 받았습니다.

Materials

4 mL Glass Vials Fisher Scientific 14-955-334
0.2 µm filter Olympus Plastic 25-244
26G needeled syringes BD 309597
Acetone Merck 34850
Acetonitrile Merck 900667
Blue GC screw cap with septa Agilent 5190-1599
Centrifuge Eppendorf 5424R
Chloroform Sigma 366927
Deuterium oxide Sigma 151882
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column		 Merck B1378
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column		 Agilent CP7419
EDTA tube Sarstedt 411395105
Ethanol Merck 51976
Hexadecenoic-d31 Acid Larodan 71-1631
Hexane Merck 34859
Methanol Merck 34860
Microcentrifuge tube Olympus Plastic 24-282
Mouse environmental chamber Caron Caron 7001-33
Potasium Chloride Fisher Bioreagents BP366-500
Potasium Phosphate MP Biomedicals 194727
SafeLock microcentrifuge tubes Eppendorf 30120086
Screw top amber GC vial Agilent 5182-0716
Sodium Chloride Fisher Bioreagents BP358-212
Sodium Hydroxide Merck S5881
Sodium Phosphate, dibasic Fisher Bioreagents BP332-500
Sodium Sulfate Merck 239313
Sulfuric Acid Merck 258105
Vial insert Agilent 5183-2088
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Referências

  1. . The Lancet, Diabetes Endocrinology. Childhood obesity: a growing pandemic. The Lancet. Diabetes & Endocrinology. 10 (1), 1 (2022).
  2. Gonzalez-Muniesa, P., et al. Obesity. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17034 (2017).
  3. Müller, T. D., Blüher, M., Tschöp, M. H., DiMarchi, R. D. Anti-obesity drug discovery: advances and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (3), 201-223 (2021).
  4. Virtue, S., Vidal-Puig, A. GTTs and ITTs in mice: simple tests, complex answers. Nature Metabolism. 3 (7), 883-886 (2021).
  5. Müller, T. D., Klingenspor, M., Tschöp, M. H. Revisiting energy expenditure: how to correct mouse metabolic rate for body mass. Nature Metabolism. 3 (9), 1134-1136 (2021).
  6. Virtue, S., Lelliott, C. J., Vidal-Puig, A. What is the most appropriate covariate in ANCOVA when analysing metabolic rate. Nature Metabolism. 3 (12), 1585 (2021).
  7. Hellerstein, M. K. De novo lipogenesis in humans: metabolic and regulatory aspects. European Journal of Clinical Nutrition. 53 Suppl 1, S53-S65 (1999).
  8. Zhao, S., et al. Dietary fructose feeds hepatic lipogenesis via microbiota-derived acetate. Nature. 579 (7800), 586-591 (2020).
  9. Wallace, M., et al. Enzyme promiscuity drives branched-chain fatty acid synthesis in adipose tissues. Nature Chemical Biology. 14 (11), 1021-1031 (2018).
  10. Zhao, S., et al. ATP-citrate lyase controls a glucose-to-acetate metabolic switch. Cell Reports. 17 (4), 1037-1052 (2016).
  11. Green, C. R., et al. Branched-chain amino acid catabolism fuels adipocyte differentiation and lipogenesis. Nature Chemical Biology. 12 (1), 15-21 (2016).
  12. Zhang, Z., et al. Serine catabolism generates liver NADPH and supports hepatic lipogenesis. Nature Metabolism. 3 (12), 1608-1620 (2021).
  13. Chirala, S. S., et al. Fatty acid synthesis is essential in embryonic development: fatty acid synthase null mutants and most of the heterozygotes die in utero. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (11), 6358-6363 (2003).
  14. Icard, P., et al. ATP citrate lyase: A central metabolic enzyme in cancer. Cancer Letters. 471, 125-134 (2020).
  15. Fhu, C. W., Ali, A. Fatty acid synthase: an emerging target in cancer. Molecules. 25 (17), 3935 (2020).
  16. Lawitz, E. J., et al. Acetyl-CoA carboxylase inhibitor GS-0976 for 12 weeks reduces hepatic de novo lipogenesis and steatosis in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 16 (12), 1983e3-1991e3 (2018).
  17. Smith, G. I., et al. Insulin resistance drives hepatic de novo lipogenesis in nonalcoholic fatty liver disease. The Journal of Clinical Investigation. 130 (3), 1453-1460 (2020).
  18. Imamura, F., et al. Fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and incidence of type 2 diabetes: A pooled analysis of prospective cohort studies. PLoS Medicine. 17 (6), e1003102 (2020).
  19. Lai, H. T. M., et al. Serial plasma phospholipid fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and total mortality, cause-specific mortality, and cardiovascular diseases in the cardiovascular health study. Journal of the American Heart Association. 8 (22), e012881 (2019).
  20. Ference, B. A., et al. Mendelian randomization study of ACLY and cardiovascular disease. The New England Journal of Medicine. 380 (11), 1033-1042 (2019).
  21. Herman, M. A., et al. A novel ChREBP isoform in adipose tissue regulates systemic glucose metabolism. Nature. 484 (7394), 333-338 (2012).
  22. Sanchez-Gurmaches, J., et al. Brown fat AKT2 Is a cold-induced kinase that stimulates ChREBP-mediated de novo lipogenesis to optimize fuel storage and thermogenesis. Cell Metabolism. 27 (1), 195e6-209e6 (2018).
  23. Wang, X., et al. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. II. Purification and characterization. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14497-14504 (1993).
  24. Briggs, M. R., Yokoyama, C., Wang, X., Brown, M. S., Goldstein, J. L. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. I. Identification of the protein and delineation of its target nucleotide sequence. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14490-14496 (1993).
  25. Yokoyama, C., et al. SREBP-1, a basic-helix-loop-helix-leucine zipper protein that controls transcription of the low density lipoprotein receptor gene. Cell. 75 (1), 187-197 (1993).
  26. Chen, G., Liang, G., Ou, J., Goldstein, J. L., Brown, M. S. Central role for liver X receptor in insulin-mediated activation of Srebp-1c transcription and stimulation of fatty acid synthesis in liver. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (31), 11245-11250 (2004).
  27. Denechaud, P. D., et al. ChREBP, but not LXRs, is required for the induction of glucose-regulated genes in mouse liver. The Journal of Clinical Investigation. 118 (3), 956-964 (2008).
  28. Crewe, C., et al. SREBP-regulated adipocyte lipogenesis is dependent on substrate availability and redox modulation of mTORC1. JCI Insight. 5 (15), e129397 (2019).
  29. Batchuluun, B., Pinkosky, S. L., Steinberg, G. R. Lipogenesis inhibitors: therapeutic opportunities and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (4), 283-305 (2022).
  30. Wallace, M., Metallo, C. M. Tracing insights into de novo lipogenesis in liver and adipose tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 108, 65-71 (2020).
  31. Lee, W. N., et al. In vivo measurement of fatty acids and cholesterol synthesis using D2O and mass isotopomer analysis. The American Journal of Physiology. 266 (5 Pt 1), E699-E708 (1994).
  32. Yao, C. H., Liu, G. Y., Yang, K., Gross, R. W., Patti, G. J. Inaccurate quantitation of palmitate in metabolomics and isotope tracer studies due to plastics. Metabolomics. 12, 143 (2016).
  33. Hiller, K., et al. MetaboliteDetector: comprehensive analysis tool for targeted and nontargeted GC/MS based metabolome analysis. Analytical Chemistry. 81 (9), 3429-3439 (2009).
  34. Fernandez, C. A., Des Rosiers, C., Previs, S. F., David, F., Brunengraber, H. Correction of 13C mass isotopomer distributions for natural stable isotope abundance. Journal of Mass Spectrometry. 31 (3), 255-262 (1996).
  35. Midani, F. S., Wynn, M. L., Schnell, S. The importance of accurately correcting for the natural abundance of stable isotopes. Analytical Biochemistry. 520, 27-43 (2017).
  36. Trefely, S., Ashwell, P., Snyder, N. W. FluxFix: automatic isotopologue normalization for metabolic tracer analysis. BMC Bioinformatics. 17 (1), 485 (2016).
  37. Jeong, H., et al. Correcting for naturally occurring mass isotopologue abundances in stable-isotope tracing experiments with PolyMID. Metabolites. 11 (5), 310 (2021).
  38. Millard, P., et al. IsoCor: isotope correction for high-resolution MS labeling experiments. Bioinformatics. 35 (21), 4484-4487 (2019).
  39. Brunengraber, D. Z., et al. Influence of diet on the modeling of adipose tissue triglycerides during growth. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolsim. 285 (4), E917-E925 (2003).
  40. Svensson, R. U., et al. Inhibition of acetyl-CoA carboxylase suppresses fatty acid synthesis and tumor growth of non-small-cell lung cancer in preclinical models. Nature Medicine. 22 (10), 1108-1119 (2016).
  41. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis: a technique for measuring biosynthesis and turnover of polymers. The American Journal of Physiology. 263 (5 Pt 1), E988-E1001 (1992).
  42. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis at eight years: theoretical, analytic, and experimental considerations. The American Journal of Physiology. 276 (6), E1146-E1170 (1999).
  43. Kelleher, J. K., Masterson, T. M. Model equations for condensation biosynthesis using stable isotopes and radioisotopes. The American Journal of Physiology. 262 (1 Pt 1), E118-E125 (1992).
  44. Kelleher, J. K., Nickol, G. B. Isotopomer spectral analysis: utilizing nonlinear models in isotopic flux studies. Methods in Enzymology. 561, 303-330 (2015).
  45. Argus, J. P., et al. Development and application of FASA, a model for quantifying fatty acid metabolism using stable isotope labeling. Cell Reports. 25 (10), 2919.e8-2934.e8 (2018).
  46. Guilherme, A., et al. Control of adipocyte thermogenesis and lipogenesis through β3-adrenergic and thyroid hormone signal integration. Cell Reports. 31 (5), 107598 (2020).
  47. Guilherme, A., et al. Neuronal modulation of brown adipose activity through perturbation of white adipocyte lipogenesis. Molecular Metabolism. 16, 116-125 (2018).
  48. Guilherme, A., et al. Adipocyte lipid synthesis coupled to neuronal control of thermogenic programming. Molecular Metabolism. 6 (8), 781-796 (2017).
  49. Lodhi, I. J., et al. Inhibiting adipose tissue lipogenesis reprograms thermogenesis and PPARgamma activation to decrease diet-induced obesity. Cell Metabolism. 16 (2), 189-201 (2012).
  50. McCormack, J. G., Denton, R. M. Evidence that fatty acid synthesis in the interscapular brown adipose tissue of cold-adapted rats is increased in vivo by insulin by mechanisms involving parallel activation of pyruvate dehydrogenase and acetyl-coenzyme A carboxylase. The Biochemistry Journal. 166 (3), 627-630 (1977).
  51. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Letters. 104 (1), 13-16 (1979).
  52. Negron, S. G., Ercan-Sencicek, A. G., Freed, J., Walters, M., Lin, Z. Both proliferation and lipogenesis of brown adipocytes contribute to postnatal brown adipose tissue growth in mice. Science Reports. 10 (1), 20335 (2020).
  53. Schlein, C., et al. Endogenous fatty acid synthesis drives brown adipose tissue involution. Cell Reports. 34 (2), 108624 (2021).
  54. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. Journal of Lipid Research. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  55. Adlanmerini, M., et al. Circadian lipid synthesis in brown fat maintains murine body temperature during chronic cold. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (37), 18691-18699 (2019).
  56. Yu, X. X., Lewin, D. A., Forrest, W., Adams, S. H. Cold elicits the simultaneous induction of fatty acid synthesis and beta-oxidation in murine brown adipose tissue: prediction from differential gene expression and confirmation in vivo. FASEB Journal. 16 (2), 155-168 (2002).
  57. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 77 (2), 79-88 (1999).
  58. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. Measuring lipogenesis and cholesterol synthesis in humans with deuterated water: use of simple gas chromatographic/mass spectrometric techniques. Journal of Mass Spectrometry. 32 (1), 81-86 (1997).
  59. Yang, D., et al. Assay of low deuterium enrichment of water by isotopic exchange with [U-13C3]acetone and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 258 (2), 315-321 (1998).
  60. Fu, X., et al. Measurement of lipogenic flux by deuterium resolved mass spectrometry. Nature Communications. 12 (1), 3756 (2021).
  61. Shah, V., Herath, K., Previs, S. F., Hubbard, B. K., Roddy, T. P. Headspace analyses of acetone: a rapid method for measuring the 2H-labeling of water. Analytical Biochemistry. 404 (2), 235-237 (2010).
  62. Argus, J. P., Yu, A. K., Wang, E. S., Williams, K. J., Bensinger, S. J. An optimized method for measuring fatty acids and cholesterol in stable isotope-labeled cells. Journal of Lipid Research. 58 (2), 460-468 (2017).
  63. Belew, G. D., Jones, J. G. De novo lipogenesis in non-alcoholic fatty liver disease: Quantification with stable isotope tracers. European Journal of Clinical Investigation. 52 (3), e13733 (2022).
  64. Zhang, Z., Chen, L., Liu, L., Su, X., Rabinowitz, J. D. Chemical basis for deuterium labeling of fat and NADPH. Journal of the American Chemical Society. 139 (41), 14368-14371 (2017).
  65. Belew, G. D., et al. Transfer of glucose hydrogens via acetyl-CoA, malonyl-CoA, and NADPH to fatty acids during de novo lipogenesis. Journal of Lipid Research. 60 (12), 2050-2056 (2019).
  66. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. In vivo measurement of plasma cholesterol and fatty acid synthesis with deuterated water: determination of the average number of deuterium atoms incorporated. Metabolism. 45 (7), 817-821 (1996).
  67. Ajie, H. O., et al. In vivo study of the biosynthesis of long-chain fatty acids using deuterated water. The American Journal of Physiology. 269 (2 Pt 1), E247-E252 (1995).
  68. Schloerb, P. R., Friis-Hansen, B. J., Edelman, I. S., Solomon, A. K., Moore, F. D. The measurement of total body water in the human subject by deuterium oxide dilution; with a consideration of the dynamics of deuterium distribution. The Journal of Clinical Investigation. 29 (10), 1296-1310 (1950).

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Turner, R., Mukherjee, R., Wallace, M., Sanchez-Gurmaches, J. Quantitative Determination of De Novo Fatty Acid Synthesis in Brown Adipose Tissue Using Deuterium Oxide. J. Vis. Exp. (195), e64219, doi:10.3791/64219 (2023).
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