Summary

טיפול בסוגיות מעשיות במיקרו-הזחה מבוססת מיקרוסקופיה של כוח אטומי על צמחי סחוס מפרקיים אנושיים

Published: October 28, 2022
doi:

Summary

אנו מציגים גישה שלב אחר שלב לזיהוי וטיפול בבעיות הנפוצות ביותר הקשורות למיקרו-כניסות במיקרוסקופ כוח אטומי. אנו מדגימים את הבעיות המתעוררות על צמחי סחוס מפרקי אנושיים מקומיים המאופיינים בדרגות שונות של ניוון המונע על ידי אוסטאוארתריטיס.

Abstract

ללא ספק, מיקרוסקופ כוח אטומי (AFM) הוא כיום אחת הטכניקות החזקות והשימושיות ביותר להערכת מיקרו ואפילו ננו-רמזים בתחום הביולוגי. עם זאת, כמו בכל גישה מיקרוסקופית אחרת, אתגרים מתודולוגיים יכולים להתעורר. בפרט, המאפיינים של המדגם, הכנת הדגימה, סוג המכשיר, ואת הבדיקה הזחה יכול להוביל ממצאים לא רצויים. בפרוטוקול זה, אנו מדגימים את הבעיות המתעוררות הללו על צמחי סחוס מפרקי בריאים כמו גם ניווניים. לשם כך, אנו מראים תחילה באמצעות גישה שלב אחר שלב כיצד ליצור, לדרג ולסווג באופן חזותי דיסקיות סחוס מפרקי ex vivo לפי שלבים שונים של ניוון באמצעות הדמיה פלואורסצנטית דו-ממדית גדולה של פסיפס שלם של כל צמחי הרקמה. החוזק העיקרי של מודל ex vivo הוא בכך שהוא מורכב מסחוס אנושי זקן, ילידי, המאפשר לחקור שינויים הקשורים לדלקת מפרקים ניוונית מהתחלה מוקדמת ועד להתקדמות. בנוסף, מוצגים גם מלכודות נפוצות בהכנת רקמות, כמו גם הליך AFM בפועל יחד עם ניתוח הנתונים הבאים. אנו מראים כיצד שלבים בסיסיים אך חיוניים כגון הכנה ועיבוד דגימה, מאפייני דגימה טופוגרפיים הנגרמים על ידי ניוון מתקדם ואינטראקציה בין קצה הדגימה יכולים להשפיע על רכישת נתונים. אנו גם נתונים לבדיקה של הבעיות הנפוצות ביותר ב- AFM ומתארים, במידת האפשר, כיצד להתגבר עליהן. ידיעת מגבלות אלה היא בעלת חשיבות עליונה לאיסוף נכון של נתונים, פרשנותם, ובסופו של דבר, להטמעת הממצאים בהקשר מדעי רחב.

Introduction

בשל גודלם ההולך ומצטמצם של מכשירים ומערכות אלקטרוניים, ההתפתחות המהירה של טכנולוגיה וציוד מבוססי מיקרו וננו צברה תאוצה. מכשיר אחד כזה הוא מיקרוסקופ כוח אטומי (AFM), שיכול לסרוק משטחים ביולוגיים ולאחזר מידע טופוגרפי או ביומכני בקנה מידה ננומטרי ומיקרומטרי 1,2. בין התכונות העצומות שלה, כלי זה יכול להיות מופעל כמו מיקרו, כמו גם nano-indenter כדי לקבל מידע על התכונות המכניות של מערכות ביולוגיות שונות 3,4,5,6. הנתונים נאספים על ידי מגע פיזי עם פני השטח באמצעות בדיקה מכנית, אשר יכול להיות קטן כמו 1 ננומטר בקצה שלה7. העיוות שנוצר של הדגימה מוצג לאחר מכן בהתבסס על עומק הכניסה של קצה הקנטיל והכוח המופעל על הדגימה8.

דלקת מפרקים ניוונית (OA) היא מחלה כרונית ניוונית ארוכת טווח המאופיינת בהידרדרות הסחוס המפרקי במפרקים וברקמות הסובבות, מה שעלול להוביל לחשיפה מלאה של משטחי העצם. הנטל של OA הוא משמעותי; כיום, מחצית מכלל הנשים ושליש מכלל הגברים בגילאי 65 ומעלה סובלים מ-OA9. טראומות, השמנת יתר והביומכניקה המשתנה של המפרק10 כתוצאה מכך קובעים את ניוון הסחוס המפרקי, אשר נתפס כתוצאה סופית שכיחה. המחקר החלוצי של גנץ ועמיתיו הניח כי השלבים המוקדמים של תהליך OA עשויים לכלול את התכונות הביומכניות של סחוס11, ומאז אישרו החוקרים השערה זו12. כמו כן, מקובל כי התכונות הביומכניות של הרקמה מתוזמרות באופן פונקציונלי על ידי הארגון האולטרה-סטרוקטורלי, כמו גם קרוס-טוק תא-תא ומטריצת תא. כל שינוי יכול להשפיע באופן דרמטי על התפקוד הביומכני הכולל של הרקמה13. נכון להיום, אבחון OA הוא קליני ומבוסס על רדיוגרפיה רגילה14. גישה זו היא דו-צדדית: ראשית, היעדר סף חתך ניווני מוגדר לגיבוש האבחנה של OA מקשה על כימות, ושנית, שיטות הדמיה חסרות רגישות ותקינה ואינן יכולות לזהות נזק סחוס מקומי15,16,17. לשם כך, להערכת התכונות המכניות של הסחוס יש יתרון מכריע בכך שהיא מתארת פרמטר המשתנה במהלך OA ללא קשר לאטיולוגיה של המחלה ויש לו השפעה ישירה על תפקוד הרקמה בשלב מוקדם מאוד. מכשירי הזחה מודדים את הכוח שבו הרקמה מתנגדת להזחה. זהו, למעשה, לא מושג חדש; המחקרים המוקדמים ביותר מתוארכים לשנות ה-80 וה-90. בתקופה זו, מחקרים רבים הציעו כי מכשירי הזחה המיועדים למדידות ארתרוסקופיות של סחוס מפרקי יכולים להתאים היטב לזיהוי שינויים ניווניים בסחוס. אפילו לפני 30 שנה, כמה מחקרים הצליחו להוכיח כי מכשירי הזחה היו מסוגלים לזהות שינויים in vivo פני השטח של הסחוס במהלך ניוון רקמות על ידי ביצוע מדידות קשיחות דחיסה במהלך ארתרוסקופיה18,19,20.

כניסת AFM (AFM-IT) של הסחוס המפרקי מספקת מידע על תכונה מכנית מרכזית של הרקמה, כלומר נוקשות. זהו פרמטר מכני המתאר את הקשר בין עומס מוחל, לא הרסני לבין העיוות שנוצר כתוצאה מכך של אזור הרקמה המושקעת21. AFM-IT הוכח כמסוגל לכמת שינויים תלויי גיל בנוקשות ברשתות קולגן מקרוסקופיות שאינן מושפעות, ובכך להבדיל בין השינויים הפתולוגיים הקשורים להופעת OA (דרגה 0 בסולם Outerbridge בסחוס מפרקי)22. הראינו בעבר כי AFM-ITs, על בסיס ארגון כונדרוציטים מרחביים כסמן ביולוגי מבוסס תמונה לניוון סחוס מוקדם, מאפשרים לא רק לכמת אלא גם לאתר בפועל את השינויים המכניים הניווניים המוקדמים ביותר. ממצאים אלה כבר אושרו על ידי אחרים23,24. לפיכך, AFM-IT פועל ככלי מעניין לאבחון וזיהוי שינויים ניווניים מוקדמים. שינויים אלה ניתנים למדידה כבר ברמה התאית, ומעצבים מחדש את ההבנה של התהליך הפתופיזיולוגי OA.

בפרוטוקול זה, אנו מדגימים הליך דירוג היסטולוגי וביומכני מלא של צמחי סחוס מפרקיים, החל מהכנת צמחי סחוס מקומיים ועד לרכישה ועיבוד של נתוני AFM. באמצעות גישה שלב אחר שלב, אנו מראים כיצד ליצור, לדרג ולסווג חזותית רקמת סחוס מפרקי לפי שלבים שונים של ניוון באמצעות דימות פסיפס גדול דו-ממדי, ואחריו כניסות מיקרו-AFM.

למרות שכיום, AFM-IT הוא אחד הכלים הרגישים ביותר למדידת שינויים ביומכניים בסחוס7, כמו כל טכניקה אינסטרומנטלית אחרת, יש לו מגבלות ומוזרויות מעשיות25 שיכולות להוביל לרכישת נתונים שגויה. לשם כך, אנו בוחנים את הבעיות הנפוצות ביותר המתעוררות במהלך מדידות AFM של צמחי הסחוס ומתארים, במידת האפשר, כיצד למזער או להתגבר עליהן. אלה כוללים היבטים טופוגרפיים של הדגימות והקשיים לייצב אותן בסביבה תואמת AFM, מוזרויות פיזיות של פני הרקמה, והקשיים הנובעים מכך בביצוע מדידות AFM על משטחים כאלה. מוצגות גם דוגמאות לעקומות כוח מרחק שגויות, המדגישות את התנאים שעלולים לגרום להן. כמו כן נדונות מגבלות נוספות הטבועות בגיאומטריה של קצה הקנטיליבר ובשימוש במודל הרץ לניתוח הנתונים.

Protocol

נעשה שימוש בקונדילים של עצם הירך שנאספו מחולים שעברו ניתוח ארתרופלסטי כולל של הברך בבית החולים האוניברסיטאי של טובינגן, גרמניה. במחקר זה נכללו רק דגימות סחוס מפרקי מחולים עם פתולוגיות מפרקים ניווניות ופוסט-טראומטיות. אישור ועדת האתיקה המחלקתית, המוסדית והמקומית התקבל לפני תחילת המחקר (פ?…

Representative Results

באמצעות מכשיר חיתוך מתוצרת עצמית, הצלחנו לשתול וליצור דיסקיות סחוס קטנות (4 מ”מ x 1 מ”מ) מקונדילים אנושיים טריים המכילים תבנית מרחבית תאית אחת30 של מיתרים בודדים (SS, איור 2A), מיתרים כפולים (DS), אשכולות קטנים (SC), אשכולות גדולים (BC; איור 2A), ומפוזר (<strong cla…

Discussion

כמחלה מתקדמת ורב-גורמית, OA מעוררת שינויים מבניים ותפקודיים בסחוס המפרקי. במהלך OA, ליקויים בתכונות מכניות מלווים בשינויים מבניים וביוכימיים על פני השטח של הסחוס המפרקי27,31. האירועים הפתולוגיים המוקדמים ביותר המתרחשים ב- OA הם דלדול פרוטאוגליקן יחד עם הפרעה בר…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים למנתחים האורתופדיים מהמחלקה לכירורגיה אורתופדית בבית החולים האוניברסיטאי של טובינגן על מתן דגימות הרקמה.

Materials

Amphotericin B Merck KGaA, Darmstadt, Germany 1397-89-3
Atomic force microscop (AFM) head  CellHesion 200, Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany JPK00518
Biocompatible sample glue  Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany H000033
Calcein AM Cayman, Ann Arbor, Michigan, USA 14948 Cell membrane permeable stain, used for cartilage disc sorting- top view imaging
Cantilever Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany SAA-SPH-5UM Frequency Nom: 30KHz, k: 0.2N/m, lenght nom: 115μm, width nom: 40μm,  geometry: rectangular, cylindrical tip with a 5μm end radius
Cartilage ctting device  Self-made  n/a Cutting plastic device containing predefined wholes of 4mmx1mm
CDD camera integrated in the AFM The Imaging Source Europe GmbH, Bremen, Germany DFK 31BF03
CDD camera integrated in the fluorescence microscope Leica Biosystems, Wetzlar, Germany DFC3000G
Cryotome Leica Biosystems, Wetzlar, Germany CM3050S 
Data Processing Software for the AFM Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany n/a Version 5.0.86,  can be downloaded for free from the following website https://customers.jpk.com
Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM)  Gibco, Life Technologies, Darmstadt, Germany 41966052
Fluorescence Microscope (Leica DMi8) Leica Biosystems, Wetzlar, Germany 11889113
Glass block cantiliver holder Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany SP-90-05 Extra long glass block with angled faces, designed especially for the use with the JPK PetriDishHeaterTM (Bruker).
Inverted phase contrast microscope (integrated in the AFM) AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Jena, Germany L201306_03
Leibovitz's L-15 medium without L-glutamine  Merck KGaA, Darmstadt, Germany F1315
Microscope glass slides Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA CLS294775X50
Mounting medium With DAPI ibidi GmbH, Gräfelfing, Germany 50011 Mounting media with nuclear DAPI (4′,6-diamidino-2-phenylindole) counterstaining used for cartilage discs  side view imaging
Penicillin-Streptomycin Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA P4333
Petri dish heater associated with AFM (Petri Dish Heater) Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany T-05-0117
Scalpel Feather Medical Products, Osaka, Japan 2023-01
Silicone Skirt Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany n/a Protective silicone membrane (D55x0.25) which is placed on the basis of the base of the glas block to prevent  medium condensation in the AFM head.
Statistical program – SPSS IBM, Armonk, New York, USA SPSS Statistics 22 Vesion 280.0.0.0 (190)
Tissue culture dishes  TPP Techno Plastic Products AG, Trasadingen, Switzerland TPP93040
Tissue-tek O.C.T. Compound Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Netherlands SA6255012 Water-soluble embedding medium 

Referências

  1. Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. Atomic force microscopy of biological samples. Wiley Interdisciplinary Reviews. Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (6), 618-634 (2010).
  2. Deng, X., et al. Application of atomic force microscopy in cancer research. Journal of Nanobiotechnology. 16 (1), 102 (2018).
  3. Radmacher, M. Studying the mechanics of cellular processes by atomic force microscopy. Methods in Cell Biology. 83, 347-372 (2007).
  4. Charras, G. T., Horton, M. A. Single cell mechanotransduction and its modulation analyzed by atomic force microscope indentation. Biophysical Journal. 82 (6), 2970-2981 (2002).
  5. Rabinovich, Y., et al. Atomic force microscopy measurement of the elastic properties of the kidney epithelial cells. Journal of Colloid and Interface Science. 285 (1), 125-135 (2005).
  6. Dufrêne, Y. F. Using nanotechniques to explore microbial surfaces. Nature Reviews Microbiology. 2 (6), 451-460 (2004).
  7. Cykowska, A., Danalache, M., Bonnaire, F. C., Feierabend, M., Hofmann, U. K. Detecting early osteoarthritis through changes in biomechanical properties – A review of recent advances in indentation technologies in a clinical arthroscopic setup. Journal of Biomechanics. 132, 110955 (2022).
  8. Gavara, N. A beginner’s guide to atomic force microscopy probing for cell mechanics. Microscopy Research and Technique. 80 (1), 75-84 (2017).
  9. Fuchs, J., Kuhnert, R., Scheidt-Nave, C. 12-Monats-Prävalenz von Arthrose in Deutschland. Journal of Health Monitoring. 2, 55-60 (2017).
  10. Felson, D. T. Osteoarthritis of the knee. New England Journal of Medicine. 354 (8), 841-848 (2006).
  11. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  12. Saxby, D. J., Lloyd, D. G. Osteoarthritis year in review 2016: Mechanics. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (2), 190-198 (2017).
  13. Buckwalter, J. A., Mankin, H. J. Articular cartilage: Degeneration and osteoarthritis, repair, regeneration, and transplantation. Instructional Course Lectures. 47, 487-504 (1998).
  14. Braun, H. J., Gold, G. E. Diagnosis of osteoarthritis: Imaging. Bone. 51 (2), 278-288 (2012).
  15. Guermazi, A., Roemer, F. W., Burstein, D., Hayashi, D. Why radiography should no longer be considered a surrogate outcome measure for longitudinal assessment of cartilage in knee osteoarthritis. Arthritis Research & Therapy. 13 (6), 247 (2011).
  16. Guermazi, A., et al. Different thresholds for detecting osteophytes and joint space narrowing exist between the site investigators and the centralized reader in a multicenter knee osteoarthritis study–Data from the Osteoarthritis Initiative. Skeletal Radiology. 41 (2), 179-186 (2012).
  17. Bedson, J., Croft, P. R. The discordance between clinical and radiographic knee osteoarthritis: A systematic search and summary of the literature. BMC Musculoskeletal Disorders. 9 (1), 116 (2008).
  18. Dashefsky, J. H. Arthroscopic measurement of chondromalacia of patella cartilage using a microminiature pressure transducer. Arthroscopy. 3 (2), 80-85 (1987).
  19. Berkenblit, S. I., Frank, E. H., Salant, E. P., Grodzinsky, A. J. Nondestructive detection of cartilage degeneration using electromechanical surface spectroscopy. Journal of Biomechanical Engineering. 116 (4), 384-392 (1994).
  20. Appleyard, R. C., Swain, M. V., Khanna, S., Murrell, G. A. The accuracy and reliability of a novel handheld dynamic indentation probe for analysing articular cartilage. Physics in Medicine and Biology. 46 (2), 541-550 (2001).
  21. Hsieh, C. H., et al. Surface ultrastructure and mechanical property of human chondrocyte revealed by atomic force microscopy. Osteoarthritis and Cartilage. 16 (4), 480-488 (2008).
  22. Stolz, M., et al. Early detection of aging cartilage and osteoarthritis in mice and patient samples using atomic force microscopy. Nature Nanotechnology. 4 (3), 186-192 (2009).
  23. Tschaikowsky, M., et al. Proof-of-concept for the detection of early osteoarthritis pathology by clinically applicable endomicroscopy and quantitative AI-supported optical biopsy. Osteoarthritis and Cartilage. 29 (2), 269-279 (2021).
  24. Tschaikowsky, M., et al. Hybrid fluorescence-AFM explores articular surface degeneration in early osteoarthritis across length scales. Acta Biomaterialia. 126, 315-325 (2021).
  25. Eaton, P., Batziou, K., Santos, N. C., Carvalho, F. A. Artifacts and Practical Issues in Atomic Force Microscopy. Atomic Force Microscopy: Methods and Protocols. , 3-28 (2019).
  26. Danalache, M., et al. Exploration of changes in spatial chondrocyte organisation in human osteoarthritic cartilage by means of 3D imaging. Scientific Reports. 11, 9783 (2021).
  27. Danalache, M., et al. Changes in stiffness and biochemical composition of the pericellular matrix as a function of spatial chondrocyte organisation in osteoarthritic cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 27 (5), 823-832 (2019).
  28. Danalache, M., Erler, A. L., Wolfgart, J. M., Schwitalle, M., Hofmann, U. K. Biochemical changes of the pericellular matrix and spatial chondrocyte organization-Two highly interconnected hallmarks of osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 38 (10), 2170-2180 (2020).
  29. Danalache, M., Tiwari, A., Sigwart, V., Hofmann, U. K. Application of atomic force microscopy to detect early osteoarthritis. Journal of Visualized Experiments. (159), e61041 (2020).
  30. Rolauffs, B., et al. Proliferative remodeling of the spatial organization of human superficial chondrocytes distant from focal early osteoarthritis. Arthritis and Rheumatism. 62 (2), 489-498 (2010).
  31. Wilusz, R. E., DeFrate, L. E., Guilak, F. Immunofluorescence-guided atomic force microscopy to measure the micromechanical properties of the pericellular matrix of porcine articular cartilage. Journal of The Royal Society Interface. 9 (76), 2997-3007 (2012).
  32. Guilak, F., Ratcliffe, A., Lane, N., Rosenwasser, M. P., Mow, V. C. Mechanical and biochemical changes in the superficial zone of articular cartilage in canine experimental osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 12 (4), 474-484 (1994).
  33. Billinghurst, R. C., et al. Enhanced cleavage of type II collagen by collagenases in osteoarthritic articular cartilage. The Journal of Clinical Investigation. 99 (7), 1534-1545 (1997).
  34. Wu, P. J., et al. Detection of proteoglycan loss from articular cartilage using Brillouin microscopy, with applications to osteoarthritis. Biomedical Optics Express. 10 (5), 2457-2466 (2019).
  35. Loparic, M., et al. Micro- and nanomechanical analysis of articular cartilage by indentation-type atomic force microscopy: Validation with a gel-microfiber composite. Biophysical Journal. 98 (11), 2731-2740 (2010).
  36. Moshtagh, P. R., Pouran, B., Weinans, H., Zadpoor, A. The elastic modulus of articular cartilage at nano-scale and micro-scale measured using indentation type atomic force microscopy. Osteoarthritis and Cartilage. 22, 359-360 (2014).
  37. Danalache, M., Jacobi, L. F., Schwitalle, M., Hofmann, U. K. Assessment of biomechanical properties of the extracellular and pericellular matrix and their interconnection throughout the course of osteoarthritis. Journal of Biomechanics. 19, 109409 (2019).
  38. Houtman, E., et al. Human osteochondral explants: Reliable biomimetic models to investigate disease mechanisms and develop personalized treatments for osteoarthritis. Rheumatology and Therapy. 8 (1), 499-515 (2021).
  39. Anderson, J. R., Phelan, M. M., Foddy, L., Clegg, P. D., Peffers, M. J. Ex vivo equine cartilage explant osteoarthritis model: A metabolomics and proteomics study. Journal of Proteome Research. 19 (9), 3652-3667 (2020).
  40. Chen, C. T., Torzilli, P. A., Olson, S. A., Gauilak, F. In vitro cartilage explant injury models. Post-Traumatic Arthritis: Pathogenesis, Diagnosis and Management. , 29-40 (2015).
  41. Thudium, C. S., Engstrom, A., Groen, S. S., Karsdal, M. A., Bay-Jensen, A. -. C. An ex vivo tissue culture model of cartilage remodeling in bovine knee explants. Journal of Visualized Experiments. (153), e59467 (2019).
  42. Rolauffs, B., Williams, J., Grodzinsky, A., E Kuettner, K., Cole, A. Distinct horizontal patterns in the spatial organization of superficial zone chondrocytes of human joints. Journal of Structural Biology. 162 (2), 335-344 (2008).
  43. Deveza, L. A., Loeser, R. F. Is osteoarthritis one disease or a collection of many. Rheumatology. 57, 34-42 (2018).
  44. Stolz, M., et al. Dynamic elastic modulus of porcine articular cartilage determined at two different levels of tissue organization by indentation-type atomic force microscopy. Biophysical Journal. 86 (5), 3269-3283 (2004).
  45. Sicard, D., Fredenburgh, L. E., Tschumperlin, D. J. Measured pulmonary arterial tissue stiffness is highly sensitive to AFM indenter dimensions. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 74, 118-127 (2017).
  46. Krieg, M., et al. Atomic force microscopy-based mechanobiology. Nature Reviews Physics. 1 (1), 41-57 (2019).
  47. Gavara, N. Combined strategies for optimal detection of the contact point in AFM force-indentation curves obtained on thin samples and adherent cells. Scientific Reports. 6, 21267 (2016).
  48. Mow, V. C., Kuei, S. C., Lai, W. M., Armstrong, C. G. Biphasic creep and stress relaxation of articular cartilage in compression? Theory and experiments. Journal of Biomechanical Engineering. 102 (1), 73-84 (1980).
  49. Armstrong, C. G., Lai, W. M., Mow, V. C. An analysis of the unconfined compression of articular cartilage. Journal of Biomechanical Engineering. 106 (2), 165-173 (1984).
  50. Deng, L., et al. Fast and slow dynamics of the cytoskeleton. Nature Materials. 5 (8), 636-640 (2006).
  51. Fischer-Friedrich, E., et al. Rheology of the active cell cortex in mitosis. Biophysical Journal. 111 (3), 589-600 (2016).
  52. Gould, T. E., Jesunathadas, M., Nazarenko, S., Piland, S. G., Subic, A. Chapter 6 – Mouth Protection in Sports. Materials in Sports Equipment (Second Edition). , 199-231 (2019).
  53. Kontomaris, S. V., Malamou, A. Hertz model or Oliver & Pharr analysis? Tutorial regarding AFM nanoindentation experiments on biological samples. Materials Research Express. 7 (3), 033001 (2020).
  54. Guz, N., Dokukin, M., Kalaparthi, V., Sokolov, I. If cell mechanics can be described by elastic modulus: study of different models and probes used in indentation experiments. Biophysical Journal. 107 (3), 564-575 (2014).
  55. Wu, C. -. E., Lin, K. -. H., Juang, J. -. Y. Hertzian load-displacement relation holds for spherical indentation on soft elastic solids undergoing large deformations. Tribology International. 97, 71-76 (2016).
  56. Westbrook, J. H., Conrad, H. . The Science of Hardness Testing and its Research Applications. , (1973).
  57. Pritzker, K. P. H., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: Grading and staging. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  58. Stylianou, A., Kontomaris, S. V., Grant, C., Alexandratou, E. Atomic force microscopy on biological materials related to pathological conditions. Scanning. 2019, 8452851 (2019).
  59. Sokolov, I. Atomic force microscopy in cancer cell research. Cancer Nanotechnology. 1, 1-17 (2007).
  60. Emad, A., et al. Relative microelastic mapping of living cells by atomic force microscopy. Biophysical Journal. 74 (3), 1564-1578 (1998).
  61. Crick, S. L., Yin, F. C. Assessing micromechanical properties of cells with atomic force microscopy: Importance of the contact point. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 6 (3), 199-210 (2007).
  62. Shoelson, B., Dimitriadis, E. K., Cai, H., Kachar, B., Chadwick, R. S. Evidence and implications of inhomogeneity in tectorial membrane elasticity. Biophysical Journal. 87 (4), 2768-2777 (2004).
  63. Lin, D. C., Dimitriadis, E. K., Horkay, F. Robust strategies for automated AFM force curve analysis–I. Non-adhesive indentation of soft, inhomogeneous materials. Journal of Biomechanical Engineering. 129 (3), 430-440 (2007).
  64. Rudoy, D., Yuen, S. G., Howe, R. D., Wolfe, P. J. Bayesian change-point analysis for atomic force microscopy and soft material indentation. Journal of the Royal Statistical Society: Series C (Applied Statistics). 59 (4), 573-593 (2010).
  65. Benítez, R., Moreno-Flores, S., Bolós, V. J., Toca-Herrera, J. L. A new automatic contact point detection algorithm for AFM force curves. Microscopy Research and Technique. 76 (8), 870-876 (2013).
  66. Timashev, P. S., et al. Cleaning of cantilevers for atomic force microscopy in supercritical carbon dioxide. Russian Journal of Physical Chemistry B. 8 (8), 1081-1086 (2014).
check_url/pt/64371?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Daniel, C., Alexander, D., Umrath, F., Danalache, M. Addressing Practical Issues in Atomic Force Microscopy-Based Micro-Indentation on Human Articular Cartilage Explants. J. Vis. Exp. (188), e64371, doi:10.3791/64371 (2022).

View Video