Summary

Adressering av praktiske problemer i atomkraftmikroskopibasert mikroinnrykk på menneskelige leddbruskeksplanter

Published: October 28, 2022
doi:

Summary

Vi presenterer en trinnvis tilnærming for å identifisere og løse de vanligste problemene knyttet til atomkraftmikroskopiske mikroinnrykk. Vi eksemplifiserer de nye problemene på innfødte menneskelige leddbruskeksplanter preget av ulike grader av slitasjegiktdrevet degenerasjon.

Abstract

Uten tvil er atomkraftmikroskopi (AFM) for tiden en av de kraftigste og mest nyttige teknikkene for å vurdere mikro- og til og med nano-signaler i det biologiske feltet. Men som med alle andre mikroskopiske tilnærminger kan det oppstå metodiske utfordringer. Spesielt kan egenskapene til prøven, prøvepreparering, type instrument og innrykkssonde føre til uønskede artefakter. I denne protokollen eksemplifiserer vi disse nye problemene på sunne så vel som osteoartrittiske leddbruskeksplanter. For dette formål viser vi først via en trinnvis tilnærming hvordan man genererer, graderer og visuelt klassifiserer ex vivo leddbruskskiver i henhold til forskjellige stadier av degenerasjon ved hjelp av stor 2D-mosaikkfluorescensavbildning av hele vevseksplanter. Den største styrken til ex vivo-modellen er at den består av eldre, innfødt, human brusk som gjør det mulig å undersøke slitasjegiktrelaterte endringer fra tidlig begynnelse til progresjon. I tillegg presenteres også vanlige fallgruver i vevspreparering, samt selve AFM-prosedyren sammen med den påfølgende dataanalysen. Vi viser hvordan grunnleggende, men avgjørende trinn som prøvepreparering og -behandling, topografiske prøveegenskaper forårsaket av avansert degenerasjon og interaksjon mellom prøver og spisser kan påvirke datainnsamlingen. Vi underkaster også gransking de vanligste problemene i AFM og beskriver, der det er mulig, hvordan vi kan overvinne dem. Kunnskap om disse begrensningene er av største betydning for riktig datainnsamling, tolkning og til slutt innlemming av funn i en bred vitenskapelig sammenheng.

Introduction

På grunn av den stadig krympende størrelsen på elektroniske enheter og systemer, har den raske utviklingen av mikro- og nanobasert teknologi og utstyr fått fart. En slik enhet er atomkraftmikroskopi (AFM), som kan skanne biologiske overflater og hente topografisk eller biomekanisk informasjon på både nano- og mikrometerskala 1,2. Blant de enorme funksjonene kan dette verktøyet betjenes som en mikro- så vel som en nano-indenter for å få informasjon om de mekaniske egenskapene til forskjellige biologiske systemer 3,4,5,6. Dataene samles inn ved fysisk kontakt med overflaten gjennom en mekanisk sonde, som kan være så liten som ca. 1 nm på spissen7. Den resulterende deformasjonen av prøven vises deretter basert på innrykksdybden til utkragingsspissen og kraften som påføres prøven8.

Slitasjegikt (OA) er en langvarig degenerativ kronisk sykdom preget av forverring av leddbrusk i leddene og omkringliggende vev, noe som kan føre til fullstendig eksponering av beinoverflatene. Byrden ved OA er betydelig; For tiden lider halvparten av alle kvinner og en tredjedel av alle menn i alderen 65 og over av OA9. Traumer, fedme og den resulterende endrede biomekanikken til leddet10 bestemmer leddbruskdegenerasjonen, som blir sett på som et vanlig sluttresultat. Den banebrytende studien av Ganz et al. antydet at de tidlige trinnene i OA-prosessen kan innebære de biomekaniske egenskapene til brusk11, og siden da har forskere bekreftet denne hypotesen12. På samme måte er det generelt akseptert at de biomekaniske egenskapene til vevet er funksjonelt orkestrert av den ultrastrukturelle organisasjonen, så vel som cellecelle- og cellematrisekrysstale. Eventuelle endringer kan dramatisk påvirke den generelle vevsbiomekaniske funksjonen13. Hittil er OA-diagnosen klinisk og er basert på vanlig filmradiografi14. Denne tilnærmingen er tosidig: For det første gjør mangelen på en definert degenerativ grenseverdi for å formulere diagnosen OA tilstanden vanskelig å kvantifisere, og for det andre mangler bildebehandlingsmetoder sensitivitet og standardisering og kan ikke oppdage lokaliserte bruskskader15,16,17. For dette formål har vurderingen av bruskens mekaniske egenskaper den avgjørende fordelen at den beskriver en parameter som endres i løpet av OA uavhengig av sykdommens etiologi og har en direkte innflytelse på vevsfunksjonalitet på et svært tidlig stadium. Innrykksinstrumenter måler kraften som vevet motstår innrykket med. Dette er faktisk ikke et nytt konsept; De tidligste studiene går tilbake til 1980- og 1990-tallet. I denne perioden antydet mange studier at innrykksinstrumenter designet for artroskopiske målinger av leddbrusk kunne være godt egnet til å oppdage degenerative forandringer i brusk. Selv for 30 år siden var noen studier i stand til å demonstrere at innrykksinstrumenter var i stand til å oppdage in vivo-endringer i bruskoverflaten under vevsdegenerasjon ved å utføre trykkstivhetsmålinger under artroskopi18,19,20.

AFM-innrykk (AFM-IT) av leddbrusk gir informasjon om en pivotal mekanisk egenskap av vevet, nemlig stivhet. Dette er en mekanisk parameter som beskriver forholdet mellom en påført, ikke-destruktiv belastning og den resulterende deformasjonen av det innrykkede vevsområdet21. AFM-IT har vist seg å være i stand til å kvantifisere aldersavhengige modifikasjoner i stivhet i makroskopisk upåvirkede kollagennettverk, og dermed skille mellom de patologiske endringene forbundet med OA-utbrudd (grad 0 på Outerbridge-skalaen i leddbrusk)22. Vi har tidligere vist at AFM-IT, på grunnlag av romlig kondrocyttorganisasjon som en bildebasert biomarkør for tidlig bruskdegenerasjon, tillater ikke bare kvantifisering, men også faktisk å identifisere de tidligste degenerative mekaniske endringene. Disse funnene er allerede bekreftet av andre23,24. Derfor fungerer AFM-IT som et interessant verktøy for å diagnostisere og identifisere tidlige degenerative endringer. Disse endringene kan allerede måles på cellenivå, og omforme forståelsen av OAs patofysiologiske prosess.

I denne protokollen demonstrerer vi en komplett histologisk og biomekanisk graderingsprosedyre for leddbruskeksplanter, fra innfødt bruskpreparering til AFM-datainnsamling og -behandling. Gjennom en trinnvis tilnærming viser vi hvordan man genererer, graderer og visuelt klassifiserer leddbruskvev i henhold til forskjellige stadier av degenerasjon ved hjelp av 2D stor mosaikkavbildning, etterfulgt av mikro-AFM-innrykk.

Selv om AFM-IT for tiden er et av de mest følsomme verktøyene for å måle biomekaniske endringer i brusk7, som enhver annen instrumentell teknikk, har den begrensninger og praktiske særegenheter25 som kan føre til feilaktig datainnsamling. For dette formål underkaster vi gransking de vanligste problemene som oppstår under AFM-målinger av bruskeksplantene og beskriver, der det er mulig, hvordan vi kan minimere eller overvinne dem. Disse inkluderer topografiske aspekter av prøvene og vanskelighetene med å stabilisere dem i et AFM-kompatibelt miljø, fysiske særegenheter av vevets overflate og de resulterende vanskelighetene med å utføre AFM-målinger på slike overflater. Eksempler på feilaktige kraftavstandskurver presenteres også, med vekt på forholdene som kan forårsake dem. Ytterligere begrensninger knyttet til geometrien til utkragingsspissen og bruken av Hertz-modellen for dataanalysen diskuteres også.

Protocol

Femoralkondyler samlet fra pasienter som gjennomgår total kneproteseplastikk ved Universitetssykehuset i Tübingen, Tyskland, ble brukt. Kun leddbruskprøver fra pasienter med degenerative og posttraumatiske leddpatologier ble inkludert i denne studien. Godkjenning fra avdelinger, institusjoner og lokale etiske komiteer ble innhentet før studiestart (prosjektnr.674/2016BO2). Det ble innhentet skriftlig informert samtykke fra alle pasientene før deltakelse. MERK: Et flytskjema over eksperime…

Representative Results

Ved hjelp av et selvfremstillet skjæreapparat kunne vi eksplantere og generere små (4 mm x 1 mm) bruskskiver fra ferske menneskelige kondyler som inneholder et enkelt cellulært romlig mønster30 enkeltstrenger (SS, figur 2A), doble strenger (DS), små klynger (SC), store klynger (BC; figur 2A), og diffus (figur 2B). En representativ bruskeksplante er avbildet i figur 3A. Valge…

Discussion

Som en progressiv og multifaktoriell sykdom utløser OA strukturelle og funksjonelle endringer i leddbrusk. I løpet av OA ledsages svekkelser i mekaniske egenskaper av strukturelle og biokjemiske endringer på overflaten av leddbrusk27,31. De tidligste patologiske hendelsene som forekommer i OA er proteoglykanuttømming kombinert med kollagennettverksforstyrrelser32,33,34</su…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker ortopedene fra Ortopedisk avdeling ved Universitetssykehuset i Tuebingen for å ha levert vevsprøvene.

Materials

Amphotericin B Merck KGaA, Darmstadt, Germany 1397-89-3
Atomic force microscop (AFM) head  CellHesion 200, Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany JPK00518
Biocompatible sample glue  Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany H000033
Calcein AM Cayman, Ann Arbor, Michigan, USA 14948 Cell membrane permeable stain, used for cartilage disc sorting- top view imaging
Cantilever Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany SAA-SPH-5UM Frequency Nom: 30KHz, k: 0.2N/m, lenght nom: 115μm, width nom: 40μm,  geometry: rectangular, cylindrical tip with a 5μm end radius
Cartilage ctting device  Self-made  n/a Cutting plastic device containing predefined wholes of 4mmx1mm
CDD camera integrated in the AFM The Imaging Source Europe GmbH, Bremen, Germany DFK 31BF03
CDD camera integrated in the fluorescence microscope Leica Biosystems, Wetzlar, Germany DFC3000G
Cryotome Leica Biosystems, Wetzlar, Germany CM3050S 
Data Processing Software for the AFM Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany n/a Version 5.0.86,  can be downloaded for free from the following website https://customers.jpk.com
Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM)  Gibco, Life Technologies, Darmstadt, Germany 41966052
Fluorescence Microscope (Leica DMi8) Leica Biosystems, Wetzlar, Germany 11889113
Glass block cantiliver holder Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany SP-90-05 Extra long glass block with angled faces, designed especially for the use with the JPK PetriDishHeaterTM (Bruker).
Inverted phase contrast microscope (integrated in the AFM) AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Jena, Germany L201306_03
Leibovitz's L-15 medium without L-glutamine  Merck KGaA, Darmstadt, Germany F1315
Microscope glass slides Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA CLS294775X50
Mounting medium With DAPI ibidi GmbH, Gräfelfing, Germany 50011 Mounting media with nuclear DAPI (4′,6-diamidino-2-phenylindole) counterstaining used for cartilage discs  side view imaging
Penicillin-Streptomycin Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA P4333
Petri dish heater associated with AFM (Petri Dish Heater) Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany T-05-0117
Scalpel Feather Medical Products, Osaka, Japan 2023-01
Silicone Skirt Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany n/a Protective silicone membrane (D55x0.25) which is placed on the basis of the base of the glas block to prevent  medium condensation in the AFM head.
Statistical program – SPSS IBM, Armonk, New York, USA SPSS Statistics 22 Vesion 280.0.0.0 (190)
Tissue culture dishes  TPP Techno Plastic Products AG, Trasadingen, Switzerland TPP93040
Tissue-tek O.C.T. Compound Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Netherlands SA6255012 Water-soluble embedding medium 

Referências

  1. Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. Atomic force microscopy of biological samples. Wiley Interdisciplinary Reviews. Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (6), 618-634 (2010).
  2. Deng, X., et al. Application of atomic force microscopy in cancer research. Journal of Nanobiotechnology. 16 (1), 102 (2018).
  3. Radmacher, M. Studying the mechanics of cellular processes by atomic force microscopy. Methods in Cell Biology. 83, 347-372 (2007).
  4. Charras, G. T., Horton, M. A. Single cell mechanotransduction and its modulation analyzed by atomic force microscope indentation. Biophysical Journal. 82 (6), 2970-2981 (2002).
  5. Rabinovich, Y., et al. Atomic force microscopy measurement of the elastic properties of the kidney epithelial cells. Journal of Colloid and Interface Science. 285 (1), 125-135 (2005).
  6. Dufrêne, Y. F. Using nanotechniques to explore microbial surfaces. Nature Reviews Microbiology. 2 (6), 451-460 (2004).
  7. Cykowska, A., Danalache, M., Bonnaire, F. C., Feierabend, M., Hofmann, U. K. Detecting early osteoarthritis through changes in biomechanical properties – A review of recent advances in indentation technologies in a clinical arthroscopic setup. Journal of Biomechanics. 132, 110955 (2022).
  8. Gavara, N. A beginner’s guide to atomic force microscopy probing for cell mechanics. Microscopy Research and Technique. 80 (1), 75-84 (2017).
  9. Fuchs, J., Kuhnert, R., Scheidt-Nave, C. 12-Monats-Prävalenz von Arthrose in Deutschland. Journal of Health Monitoring. 2, 55-60 (2017).
  10. Felson, D. T. Osteoarthritis of the knee. New England Journal of Medicine. 354 (8), 841-848 (2006).
  11. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  12. Saxby, D. J., Lloyd, D. G. Osteoarthritis year in review 2016: Mechanics. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (2), 190-198 (2017).
  13. Buckwalter, J. A., Mankin, H. J. Articular cartilage: Degeneration and osteoarthritis, repair, regeneration, and transplantation. Instructional Course Lectures. 47, 487-504 (1998).
  14. Braun, H. J., Gold, G. E. Diagnosis of osteoarthritis: Imaging. Bone. 51 (2), 278-288 (2012).
  15. Guermazi, A., Roemer, F. W., Burstein, D., Hayashi, D. Why radiography should no longer be considered a surrogate outcome measure for longitudinal assessment of cartilage in knee osteoarthritis. Arthritis Research & Therapy. 13 (6), 247 (2011).
  16. Guermazi, A., et al. Different thresholds for detecting osteophytes and joint space narrowing exist between the site investigators and the centralized reader in a multicenter knee osteoarthritis study–Data from the Osteoarthritis Initiative. Skeletal Radiology. 41 (2), 179-186 (2012).
  17. Bedson, J., Croft, P. R. The discordance between clinical and radiographic knee osteoarthritis: A systematic search and summary of the literature. BMC Musculoskeletal Disorders. 9 (1), 116 (2008).
  18. Dashefsky, J. H. Arthroscopic measurement of chondromalacia of patella cartilage using a microminiature pressure transducer. Arthroscopy. 3 (2), 80-85 (1987).
  19. Berkenblit, S. I., Frank, E. H., Salant, E. P., Grodzinsky, A. J. Nondestructive detection of cartilage degeneration using electromechanical surface spectroscopy. Journal of Biomechanical Engineering. 116 (4), 384-392 (1994).
  20. Appleyard, R. C., Swain, M. V., Khanna, S., Murrell, G. A. The accuracy and reliability of a novel handheld dynamic indentation probe for analysing articular cartilage. Physics in Medicine and Biology. 46 (2), 541-550 (2001).
  21. Hsieh, C. H., et al. Surface ultrastructure and mechanical property of human chondrocyte revealed by atomic force microscopy. Osteoarthritis and Cartilage. 16 (4), 480-488 (2008).
  22. Stolz, M., et al. Early detection of aging cartilage and osteoarthritis in mice and patient samples using atomic force microscopy. Nature Nanotechnology. 4 (3), 186-192 (2009).
  23. Tschaikowsky, M., et al. Proof-of-concept for the detection of early osteoarthritis pathology by clinically applicable endomicroscopy and quantitative AI-supported optical biopsy. Osteoarthritis and Cartilage. 29 (2), 269-279 (2021).
  24. Tschaikowsky, M., et al. Hybrid fluorescence-AFM explores articular surface degeneration in early osteoarthritis across length scales. Acta Biomaterialia. 126, 315-325 (2021).
  25. Eaton, P., Batziou, K., Santos, N. C., Carvalho, F. A. Artifacts and Practical Issues in Atomic Force Microscopy. Atomic Force Microscopy: Methods and Protocols. , 3-28 (2019).
  26. Danalache, M., et al. Exploration of changes in spatial chondrocyte organisation in human osteoarthritic cartilage by means of 3D imaging. Scientific Reports. 11, 9783 (2021).
  27. Danalache, M., et al. Changes in stiffness and biochemical composition of the pericellular matrix as a function of spatial chondrocyte organisation in osteoarthritic cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 27 (5), 823-832 (2019).
  28. Danalache, M., Erler, A. L., Wolfgart, J. M., Schwitalle, M., Hofmann, U. K. Biochemical changes of the pericellular matrix and spatial chondrocyte organization-Two highly interconnected hallmarks of osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 38 (10), 2170-2180 (2020).
  29. Danalache, M., Tiwari, A., Sigwart, V., Hofmann, U. K. Application of atomic force microscopy to detect early osteoarthritis. Journal of Visualized Experiments. (159), e61041 (2020).
  30. Rolauffs, B., et al. Proliferative remodeling of the spatial organization of human superficial chondrocytes distant from focal early osteoarthritis. Arthritis and Rheumatism. 62 (2), 489-498 (2010).
  31. Wilusz, R. E., DeFrate, L. E., Guilak, F. Immunofluorescence-guided atomic force microscopy to measure the micromechanical properties of the pericellular matrix of porcine articular cartilage. Journal of The Royal Society Interface. 9 (76), 2997-3007 (2012).
  32. Guilak, F., Ratcliffe, A., Lane, N., Rosenwasser, M. P., Mow, V. C. Mechanical and biochemical changes in the superficial zone of articular cartilage in canine experimental osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 12 (4), 474-484 (1994).
  33. Billinghurst, R. C., et al. Enhanced cleavage of type II collagen by collagenases in osteoarthritic articular cartilage. The Journal of Clinical Investigation. 99 (7), 1534-1545 (1997).
  34. Wu, P. J., et al. Detection of proteoglycan loss from articular cartilage using Brillouin microscopy, with applications to osteoarthritis. Biomedical Optics Express. 10 (5), 2457-2466 (2019).
  35. Loparic, M., et al. Micro- and nanomechanical analysis of articular cartilage by indentation-type atomic force microscopy: Validation with a gel-microfiber composite. Biophysical Journal. 98 (11), 2731-2740 (2010).
  36. Moshtagh, P. R., Pouran, B., Weinans, H., Zadpoor, A. The elastic modulus of articular cartilage at nano-scale and micro-scale measured using indentation type atomic force microscopy. Osteoarthritis and Cartilage. 22, 359-360 (2014).
  37. Danalache, M., Jacobi, L. F., Schwitalle, M., Hofmann, U. K. Assessment of biomechanical properties of the extracellular and pericellular matrix and their interconnection throughout the course of osteoarthritis. Journal of Biomechanics. 19, 109409 (2019).
  38. Houtman, E., et al. Human osteochondral explants: Reliable biomimetic models to investigate disease mechanisms and develop personalized treatments for osteoarthritis. Rheumatology and Therapy. 8 (1), 499-515 (2021).
  39. Anderson, J. R., Phelan, M. M., Foddy, L., Clegg, P. D., Peffers, M. J. Ex vivo equine cartilage explant osteoarthritis model: A metabolomics and proteomics study. Journal of Proteome Research. 19 (9), 3652-3667 (2020).
  40. Chen, C. T., Torzilli, P. A., Olson, S. A., Gauilak, F. In vitro cartilage explant injury models. Post-Traumatic Arthritis: Pathogenesis, Diagnosis and Management. , 29-40 (2015).
  41. Thudium, C. S., Engstrom, A., Groen, S. S., Karsdal, M. A., Bay-Jensen, A. -. C. An ex vivo tissue culture model of cartilage remodeling in bovine knee explants. Journal of Visualized Experiments. (153), e59467 (2019).
  42. Rolauffs, B., Williams, J., Grodzinsky, A., E Kuettner, K., Cole, A. Distinct horizontal patterns in the spatial organization of superficial zone chondrocytes of human joints. Journal of Structural Biology. 162 (2), 335-344 (2008).
  43. Deveza, L. A., Loeser, R. F. Is osteoarthritis one disease or a collection of many. Rheumatology. 57, 34-42 (2018).
  44. Stolz, M., et al. Dynamic elastic modulus of porcine articular cartilage determined at two different levels of tissue organization by indentation-type atomic force microscopy. Biophysical Journal. 86 (5), 3269-3283 (2004).
  45. Sicard, D., Fredenburgh, L. E., Tschumperlin, D. J. Measured pulmonary arterial tissue stiffness is highly sensitive to AFM indenter dimensions. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 74, 118-127 (2017).
  46. Krieg, M., et al. Atomic force microscopy-based mechanobiology. Nature Reviews Physics. 1 (1), 41-57 (2019).
  47. Gavara, N. Combined strategies for optimal detection of the contact point in AFM force-indentation curves obtained on thin samples and adherent cells. Scientific Reports. 6, 21267 (2016).
  48. Mow, V. C., Kuei, S. C., Lai, W. M., Armstrong, C. G. Biphasic creep and stress relaxation of articular cartilage in compression? Theory and experiments. Journal of Biomechanical Engineering. 102 (1), 73-84 (1980).
  49. Armstrong, C. G., Lai, W. M., Mow, V. C. An analysis of the unconfined compression of articular cartilage. Journal of Biomechanical Engineering. 106 (2), 165-173 (1984).
  50. Deng, L., et al. Fast and slow dynamics of the cytoskeleton. Nature Materials. 5 (8), 636-640 (2006).
  51. Fischer-Friedrich, E., et al. Rheology of the active cell cortex in mitosis. Biophysical Journal. 111 (3), 589-600 (2016).
  52. Gould, T. E., Jesunathadas, M., Nazarenko, S., Piland, S. G., Subic, A. Chapter 6 – Mouth Protection in Sports. Materials in Sports Equipment (Second Edition). , 199-231 (2019).
  53. Kontomaris, S. V., Malamou, A. Hertz model or Oliver & Pharr analysis? Tutorial regarding AFM nanoindentation experiments on biological samples. Materials Research Express. 7 (3), 033001 (2020).
  54. Guz, N., Dokukin, M., Kalaparthi, V., Sokolov, I. If cell mechanics can be described by elastic modulus: study of different models and probes used in indentation experiments. Biophysical Journal. 107 (3), 564-575 (2014).
  55. Wu, C. -. E., Lin, K. -. H., Juang, J. -. Y. Hertzian load-displacement relation holds for spherical indentation on soft elastic solids undergoing large deformations. Tribology International. 97, 71-76 (2016).
  56. Westbrook, J. H., Conrad, H. . The Science of Hardness Testing and its Research Applications. , (1973).
  57. Pritzker, K. P. H., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: Grading and staging. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  58. Stylianou, A., Kontomaris, S. V., Grant, C., Alexandratou, E. Atomic force microscopy on biological materials related to pathological conditions. Scanning. 2019, 8452851 (2019).
  59. Sokolov, I. Atomic force microscopy in cancer cell research. Cancer Nanotechnology. 1, 1-17 (2007).
  60. Emad, A., et al. Relative microelastic mapping of living cells by atomic force microscopy. Biophysical Journal. 74 (3), 1564-1578 (1998).
  61. Crick, S. L., Yin, F. C. Assessing micromechanical properties of cells with atomic force microscopy: Importance of the contact point. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 6 (3), 199-210 (2007).
  62. Shoelson, B., Dimitriadis, E. K., Cai, H., Kachar, B., Chadwick, R. S. Evidence and implications of inhomogeneity in tectorial membrane elasticity. Biophysical Journal. 87 (4), 2768-2777 (2004).
  63. Lin, D. C., Dimitriadis, E. K., Horkay, F. Robust strategies for automated AFM force curve analysis–I. Non-adhesive indentation of soft, inhomogeneous materials. Journal of Biomechanical Engineering. 129 (3), 430-440 (2007).
  64. Rudoy, D., Yuen, S. G., Howe, R. D., Wolfe, P. J. Bayesian change-point analysis for atomic force microscopy and soft material indentation. Journal of the Royal Statistical Society: Series C (Applied Statistics). 59 (4), 573-593 (2010).
  65. Benítez, R., Moreno-Flores, S., Bolós, V. J., Toca-Herrera, J. L. A new automatic contact point detection algorithm for AFM force curves. Microscopy Research and Technique. 76 (8), 870-876 (2013).
  66. Timashev, P. S., et al. Cleaning of cantilevers for atomic force microscopy in supercritical carbon dioxide. Russian Journal of Physical Chemistry B. 8 (8), 1081-1086 (2014).
check_url/pt/64371?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Daniel, C., Alexander, D., Umrath, F., Danalache, M. Addressing Practical Issues in Atomic Force Microscopy-Based Micro-Indentation on Human Articular Cartilage Explants. J. Vis. Exp. (188), e64371, doi:10.3791/64371 (2022).

View Video