Summary

Att ta itu med praktiska frågor i atomkraftsmikroskopibaserad mikrointryckning på humant ledbroskexplantat

Published: October 28, 2022
doi:

Summary

Vi presenterar ett steg-för-steg-tillvägagångssätt för att identifiera och ta itu med de vanligaste problemen i samband med mikrointryckningar i atomkraftsmikroskopi. Vi exemplifierar de framväxande problemen på naturliga mänskliga ledbroskexplantat som kännetecknas av olika grader av artrosdriven degeneration.

Abstract

Utan tvekan är atomkraftsmikroskopi (AFM) för närvarande en av de mest kraftfulla och användbara teknikerna för att bedöma mikro- och till och med nanosignaler inom det biologiska området. Men som med alla andra mikroskopiska metoder kan metodologiska utmaningar uppstå. I synnerhet kan egenskaperna hos provet, provberedningen, typen av instrument och intryckningssonden leda till oönskade artefakter. I detta protokoll exemplifierar vi dessa framväxande problem på friska såväl som osteoartritiska ledbroskexplantat. För detta ändamål visar vi först via en steg-för-steg-metod hur man genererar, graderar och visuellt klassificerar ex vivo ledbroskskivor enligt olika stadier av degeneration med hjälp av stor 2D-mosaikfluorescensavbildning av hela vävnadsexplantaten. Den största styrkan med ex vivo-modellen är att den består av åldrat, naturligt, humant brosk som gör det möjligt att undersöka artrosrelaterade förändringar från tidig debut till progression. Dessutom presenteras vanliga fallgropar vid vävnadspreparation, samt själva AFM-proceduren tillsammans med den efterföljande dataanalysen. Vi visar hur grundläggande men avgörande steg som provberedning och bearbetning, topografiska provegenskaper orsakade av avancerad degeneration och provspetsinteraktion kan påverka datainsamlingen. Vi granskar också de vanligaste problemen inom AFM och beskriver, där det är möjligt, hur man kan lösa dem. Kunskap om dessa begränsningar är av yttersta vikt för korrekt datainsamling, tolkning och i slutändan inbäddning av resultat i ett brett vetenskapligt sammanhang.

Introduction

På grund av den ständigt krympande storleken på elektroniska enheter och system har den snabba utvecklingen av mikro- och nanobaserad teknik och utrustning tagit fart. En sådan anordning är atomkraftsmikroskopi (AFM), som kan skanna biologiska ytor och hämta topografisk eller biomekanisk information på både nano- och mikrometerskala 1,2. Bland dess stora funktioner kan detta verktyg användas som en mikro- såväl som en nanoindenter för att få information om de mekaniska egenskaperna hos olika biologiska system 3,4,5,6. Data samlas in genom fysisk kontakt med ytan genom en mekanisk sond, som kan vara så liten som cirka 1 nm vid spetsen7. Den resulterande deformationen av provet visas sedan baserat på intryckningsdjupet för den utskjutande spetsen och kraften som appliceras på provet8.

Artros (OA) är en långvarig degenerativ kronisk sjukdom som kännetecknas av försämring av ledbrosket i lederna och omgivande vävnader, vilket kan leda till fullständig exponering av benytorna. Bördan av OA är betydande; Idag lider hälften av alla kvinnor och en tredjedel av alla män över 65 år av artros9. Trauman, fetma och den resulterande förändrade biomekaniken i leden10 bestämmer ledbroskdegenerationen, vilket ses som ett vanligt slutresultat. Den banbrytande studien av Ganz et al. antog att de tidiga stegen i OA-processen kan involvera de biomekaniska egenskaperna hos brosk11, och sedan dess har forskare bekräftat denna hypotes12. På samma sätt är det allmänt accepterat att vävnadens biomekaniska egenskaper är funktionellt orkestrerade av den ultrastrukturella organisationen såväl som cell-cell och cell-matris överhörning. Eventuella förändringar kan dramatiskt påverka vävnadens övergripande biomekaniska funktion13. Hittills är artrosdiagnosen klinisk och baseras på vanlig filmröntgen14. Detta tillvägagångssätt är dubbelsidigt: för det första gör avsaknaden av en definierad degenerativ gränsvärde för att formulera diagnosen OA tillståndet svårt att kvantifiera, och för det andra saknar avbildningsmetoder känslighet och standardisering och kan inte upptäcka lokaliserade broskskador15,16,17. För detta ändamål har bedömningen av broskets mekaniska egenskaper den avgörande fördelen att den beskriver en parameter som förändras under artrosförloppet oavsett sjukdomens etiologi och har en direkt inverkan på vävnadens funktionalitet i ett mycket tidigt skede. Intryckningsinstrument mäter den kraft med vilken vävnaden motstår intryckningen. Detta är i själva verket inget nytt koncept. De tidigaste studierna går tillbaka till 1980- och 1990-talen. Under denna period tyder många studier på att intryckningsinstrument utformade för artroskopiska mätningar av ledbrosk kan vara väl lämpade för att upptäcka degenerativa förändringar i brosket. Redan för 30 år sedan kunde vissa studier visa att intryckningsinstrument kunde detektera in vivo-förändringar i broskytan under vävnadsdegeneration genom att utföra tryckstyvhetsmätningar under artroskopi18,19,20.

AFM-indrag (AFM-IT) av ledbrosket ger information om en central mekanisk egenskap hos vävnaden, nämligen styvhet. Detta är en mekanisk parameter som beskriver förhållandet mellan en applicerad, icke-destruktiv belastning och den resulterande deformationen av det indragna vävnadsområdet21. AFM-IT har visat sig kunna kvantifiera åldersberoende förändringar i styvhet i makroskopiskt opåverkade kollagennätverk, och därmed skilja mellan de patologiska förändringar som är förknippade med debut av artros (grad 0 på Outerbridge-skalan i ledbrosk)22. Vi har tidigare visat att AFM-ITs, på grundval av spatial kondrocytorganisation som en bildbaserad biomarkör för tidig broskdegeneration, inte bara möjliggör kvantifiering utan också faktiskt lokalisering av de tidigaste degenerativa mekaniska förändringarna. Dessa resultat har redan bekräftats av andra23,24. Därför fungerar AFM-IT som ett intressant verktyg för att diagnostisera och identifiera tidiga degenerativa förändringar. Dessa förändringar kan redan mätas på cellnivå, vilket omformar förståelsen av den patofysiologiska processen för artros.

I detta protokoll demonstrerar vi en komplett histologisk och biomekanisk graderingsprocedur för ledbroskexplantat, från naturlig broskexplantation till AFM-datainsamling och bearbetning. Genom ett steg-för-steg-tillvägagångssätt visar vi hur man genererar, graderar och visuellt klassificerar ledbroskvävnad enligt olika stadier av degeneration med hjälp av 2D stor mosaikavbildning, följt av mikro-AFM-intryck.

Även om AFM-IT för närvarande är ett av de känsligaste verktygen för att mäta biomekaniska förändringar i brosk7, har det, precis som alla andra instrumentella tekniker, begränsningar och praktiska egenheter25 som kan leda till felaktig datainsamling. För detta ändamål granskar vi de vanligaste problemen som uppstår vid AFM-mätningar av broskexplantat och beskriver, där det är möjligt, hur man kan minimera eller övervinna dem. Dessa inkluderar topografiska aspekter av proverna och svårigheterna att stabilisera dem i en AFM-kompatibel miljö, fysiska särdrag hos vävnadens yta och de resulterande svårigheterna att utföra AFM-mätningar på sådana ytor. Exempel på felaktiga kraft-avståndskurvor presenteras också, med betoning på de förhållanden som kan orsaka dem. Ytterligare begränsningar som är inneboende i geometrin hos den fribärande spetsen och användningen av Hertz-modellen för dataanalys diskuteras också.

Protocol

Lårbenskondyler som samlats in från patienter som genomgick total knäprotesplastik vid universitetssjukhuset i Tübingen, Tyskland, användes. Endast ledbroskprover från patienter med degenerativa och posttraumatiska ledpatologier inkluderades i denna studie. Godkännande från avdelnings-, institutions- och lokaletiska kommittéer erhölls innan studien påbörjades (projekt nr 674/2016BO2). Skriftligt informerat samtycke erhölls från alla patienter före deltagandet. OBS: Ett flödessc…

Representative Results

Med hjälp av en egentillverkad skäranordning kunde vi explantera och generera små (4 mm x 1 mm) broskskivor från färska mänskliga kondyler som innehåller ett enda cellulärt rumsligt mönster30 av enkla strängar (SS, figur 2A), dubbla strängar (DS), små kluster (SC), stora kluster (BC; (figur 2A) och diffus (figur 2B). En representativ broskexplantering visas i figur 3A…

Discussion

Som en progressiv och multifaktoriell sjukdom utlöser artros strukturella och funktionella förändringar i ledbrosket. Under hela artrosförloppet åtföljs försämringar av mekaniska egenskaper av strukturella och biokemiska förändringar på ledbroskets yta27,31. De tidigaste patologiska händelserna som inträffar vid artros är proteoglykanutarmning i kombination med störning av kollagennätverket32,33,34<sup class="xre…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi tackar ortopedkirurgerna från avdelningen för ortopedisk kirurgi vid universitetssjukhuset i Tübingen för att de har tillhandahållit vävnadsprover.

Materials

Amphotericin B Merck KGaA, Darmstadt, Germany 1397-89-3
Atomic force microscop (AFM) head  CellHesion 200, Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany JPK00518
Biocompatible sample glue  Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany H000033
Calcein AM Cayman, Ann Arbor, Michigan, USA 14948 Cell membrane permeable stain, used for cartilage disc sorting- top view imaging
Cantilever Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany SAA-SPH-5UM Frequency Nom: 30KHz, k: 0.2N/m, lenght nom: 115μm, width nom: 40μm,  geometry: rectangular, cylindrical tip with a 5μm end radius
Cartilage ctting device  Self-made  n/a Cutting plastic device containing predefined wholes of 4mmx1mm
CDD camera integrated in the AFM The Imaging Source Europe GmbH, Bremen, Germany DFK 31BF03
CDD camera integrated in the fluorescence microscope Leica Biosystems, Wetzlar, Germany DFC3000G
Cryotome Leica Biosystems, Wetzlar, Germany CM3050S 
Data Processing Software for the AFM Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany n/a Version 5.0.86,  can be downloaded for free from the following website https://customers.jpk.com
Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM)  Gibco, Life Technologies, Darmstadt, Germany 41966052
Fluorescence Microscope (Leica DMi8) Leica Biosystems, Wetzlar, Germany 11889113
Glass block cantiliver holder Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany SP-90-05 Extra long glass block with angled faces, designed especially for the use with the JPK PetriDishHeaterTM (Bruker).
Inverted phase contrast microscope (integrated in the AFM) AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Jena, Germany L201306_03
Leibovitz's L-15 medium without L-glutamine  Merck KGaA, Darmstadt, Germany F1315
Microscope glass slides Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA CLS294775X50
Mounting medium With DAPI ibidi GmbH, Gräfelfing, Germany 50011 Mounting media with nuclear DAPI (4′,6-diamidino-2-phenylindole) counterstaining used for cartilage discs  side view imaging
Penicillin-Streptomycin Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA P4333
Petri dish heater associated with AFM (Petri Dish Heater) Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany T-05-0117
Scalpel Feather Medical Products, Osaka, Japan 2023-01
Silicone Skirt Bruker Nano GmbH, Berlin, Germany n/a Protective silicone membrane (D55x0.25) which is placed on the basis of the base of the glas block to prevent  medium condensation in the AFM head.
Statistical program – SPSS IBM, Armonk, New York, USA SPSS Statistics 22 Vesion 280.0.0.0 (190)
Tissue culture dishes  TPP Techno Plastic Products AG, Trasadingen, Switzerland TPP93040
Tissue-tek O.C.T. Compound Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Netherlands SA6255012 Water-soluble embedding medium 

Referências

  1. Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. Atomic force microscopy of biological samples. Wiley Interdisciplinary Reviews. Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (6), 618-634 (2010).
  2. Deng, X., et al. Application of atomic force microscopy in cancer research. Journal of Nanobiotechnology. 16 (1), 102 (2018).
  3. Radmacher, M. Studying the mechanics of cellular processes by atomic force microscopy. Methods in Cell Biology. 83, 347-372 (2007).
  4. Charras, G. T., Horton, M. A. Single cell mechanotransduction and its modulation analyzed by atomic force microscope indentation. Biophysical Journal. 82 (6), 2970-2981 (2002).
  5. Rabinovich, Y., et al. Atomic force microscopy measurement of the elastic properties of the kidney epithelial cells. Journal of Colloid and Interface Science. 285 (1), 125-135 (2005).
  6. Dufrêne, Y. F. Using nanotechniques to explore microbial surfaces. Nature Reviews Microbiology. 2 (6), 451-460 (2004).
  7. Cykowska, A., Danalache, M., Bonnaire, F. C., Feierabend, M., Hofmann, U. K. Detecting early osteoarthritis through changes in biomechanical properties – A review of recent advances in indentation technologies in a clinical arthroscopic setup. Journal of Biomechanics. 132, 110955 (2022).
  8. Gavara, N. A beginner’s guide to atomic force microscopy probing for cell mechanics. Microscopy Research and Technique. 80 (1), 75-84 (2017).
  9. Fuchs, J., Kuhnert, R., Scheidt-Nave, C. 12-Monats-Prävalenz von Arthrose in Deutschland. Journal of Health Monitoring. 2, 55-60 (2017).
  10. Felson, D. T. Osteoarthritis of the knee. New England Journal of Medicine. 354 (8), 841-848 (2006).
  11. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  12. Saxby, D. J., Lloyd, D. G. Osteoarthritis year in review 2016: Mechanics. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (2), 190-198 (2017).
  13. Buckwalter, J. A., Mankin, H. J. Articular cartilage: Degeneration and osteoarthritis, repair, regeneration, and transplantation. Instructional Course Lectures. 47, 487-504 (1998).
  14. Braun, H. J., Gold, G. E. Diagnosis of osteoarthritis: Imaging. Bone. 51 (2), 278-288 (2012).
  15. Guermazi, A., Roemer, F. W., Burstein, D., Hayashi, D. Why radiography should no longer be considered a surrogate outcome measure for longitudinal assessment of cartilage in knee osteoarthritis. Arthritis Research & Therapy. 13 (6), 247 (2011).
  16. Guermazi, A., et al. Different thresholds for detecting osteophytes and joint space narrowing exist between the site investigators and the centralized reader in a multicenter knee osteoarthritis study–Data from the Osteoarthritis Initiative. Skeletal Radiology. 41 (2), 179-186 (2012).
  17. Bedson, J., Croft, P. R. The discordance between clinical and radiographic knee osteoarthritis: A systematic search and summary of the literature. BMC Musculoskeletal Disorders. 9 (1), 116 (2008).
  18. Dashefsky, J. H. Arthroscopic measurement of chondromalacia of patella cartilage using a microminiature pressure transducer. Arthroscopy. 3 (2), 80-85 (1987).
  19. Berkenblit, S. I., Frank, E. H., Salant, E. P., Grodzinsky, A. J. Nondestructive detection of cartilage degeneration using electromechanical surface spectroscopy. Journal of Biomechanical Engineering. 116 (4), 384-392 (1994).
  20. Appleyard, R. C., Swain, M. V., Khanna, S., Murrell, G. A. The accuracy and reliability of a novel handheld dynamic indentation probe for analysing articular cartilage. Physics in Medicine and Biology. 46 (2), 541-550 (2001).
  21. Hsieh, C. H., et al. Surface ultrastructure and mechanical property of human chondrocyte revealed by atomic force microscopy. Osteoarthritis and Cartilage. 16 (4), 480-488 (2008).
  22. Stolz, M., et al. Early detection of aging cartilage and osteoarthritis in mice and patient samples using atomic force microscopy. Nature Nanotechnology. 4 (3), 186-192 (2009).
  23. Tschaikowsky, M., et al. Proof-of-concept for the detection of early osteoarthritis pathology by clinically applicable endomicroscopy and quantitative AI-supported optical biopsy. Osteoarthritis and Cartilage. 29 (2), 269-279 (2021).
  24. Tschaikowsky, M., et al. Hybrid fluorescence-AFM explores articular surface degeneration in early osteoarthritis across length scales. Acta Biomaterialia. 126, 315-325 (2021).
  25. Eaton, P., Batziou, K., Santos, N. C., Carvalho, F. A. Artifacts and Practical Issues in Atomic Force Microscopy. Atomic Force Microscopy: Methods and Protocols. , 3-28 (2019).
  26. Danalache, M., et al. Exploration of changes in spatial chondrocyte organisation in human osteoarthritic cartilage by means of 3D imaging. Scientific Reports. 11, 9783 (2021).
  27. Danalache, M., et al. Changes in stiffness and biochemical composition of the pericellular matrix as a function of spatial chondrocyte organisation in osteoarthritic cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 27 (5), 823-832 (2019).
  28. Danalache, M., Erler, A. L., Wolfgart, J. M., Schwitalle, M., Hofmann, U. K. Biochemical changes of the pericellular matrix and spatial chondrocyte organization-Two highly interconnected hallmarks of osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 38 (10), 2170-2180 (2020).
  29. Danalache, M., Tiwari, A., Sigwart, V., Hofmann, U. K. Application of atomic force microscopy to detect early osteoarthritis. Journal of Visualized Experiments. (159), e61041 (2020).
  30. Rolauffs, B., et al. Proliferative remodeling of the spatial organization of human superficial chondrocytes distant from focal early osteoarthritis. Arthritis and Rheumatism. 62 (2), 489-498 (2010).
  31. Wilusz, R. E., DeFrate, L. E., Guilak, F. Immunofluorescence-guided atomic force microscopy to measure the micromechanical properties of the pericellular matrix of porcine articular cartilage. Journal of The Royal Society Interface. 9 (76), 2997-3007 (2012).
  32. Guilak, F., Ratcliffe, A., Lane, N., Rosenwasser, M. P., Mow, V. C. Mechanical and biochemical changes in the superficial zone of articular cartilage in canine experimental osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 12 (4), 474-484 (1994).
  33. Billinghurst, R. C., et al. Enhanced cleavage of type II collagen by collagenases in osteoarthritic articular cartilage. The Journal of Clinical Investigation. 99 (7), 1534-1545 (1997).
  34. Wu, P. J., et al. Detection of proteoglycan loss from articular cartilage using Brillouin microscopy, with applications to osteoarthritis. Biomedical Optics Express. 10 (5), 2457-2466 (2019).
  35. Loparic, M., et al. Micro- and nanomechanical analysis of articular cartilage by indentation-type atomic force microscopy: Validation with a gel-microfiber composite. Biophysical Journal. 98 (11), 2731-2740 (2010).
  36. Moshtagh, P. R., Pouran, B., Weinans, H., Zadpoor, A. The elastic modulus of articular cartilage at nano-scale and micro-scale measured using indentation type atomic force microscopy. Osteoarthritis and Cartilage. 22, 359-360 (2014).
  37. Danalache, M., Jacobi, L. F., Schwitalle, M., Hofmann, U. K. Assessment of biomechanical properties of the extracellular and pericellular matrix and their interconnection throughout the course of osteoarthritis. Journal of Biomechanics. 19, 109409 (2019).
  38. Houtman, E., et al. Human osteochondral explants: Reliable biomimetic models to investigate disease mechanisms and develop personalized treatments for osteoarthritis. Rheumatology and Therapy. 8 (1), 499-515 (2021).
  39. Anderson, J. R., Phelan, M. M., Foddy, L., Clegg, P. D., Peffers, M. J. Ex vivo equine cartilage explant osteoarthritis model: A metabolomics and proteomics study. Journal of Proteome Research. 19 (9), 3652-3667 (2020).
  40. Chen, C. T., Torzilli, P. A., Olson, S. A., Gauilak, F. In vitro cartilage explant injury models. Post-Traumatic Arthritis: Pathogenesis, Diagnosis and Management. , 29-40 (2015).
  41. Thudium, C. S., Engstrom, A., Groen, S. S., Karsdal, M. A., Bay-Jensen, A. -. C. An ex vivo tissue culture model of cartilage remodeling in bovine knee explants. Journal of Visualized Experiments. (153), e59467 (2019).
  42. Rolauffs, B., Williams, J., Grodzinsky, A., E Kuettner, K., Cole, A. Distinct horizontal patterns in the spatial organization of superficial zone chondrocytes of human joints. Journal of Structural Biology. 162 (2), 335-344 (2008).
  43. Deveza, L. A., Loeser, R. F. Is osteoarthritis one disease or a collection of many. Rheumatology. 57, 34-42 (2018).
  44. Stolz, M., et al. Dynamic elastic modulus of porcine articular cartilage determined at two different levels of tissue organization by indentation-type atomic force microscopy. Biophysical Journal. 86 (5), 3269-3283 (2004).
  45. Sicard, D., Fredenburgh, L. E., Tschumperlin, D. J. Measured pulmonary arterial tissue stiffness is highly sensitive to AFM indenter dimensions. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 74, 118-127 (2017).
  46. Krieg, M., et al. Atomic force microscopy-based mechanobiology. Nature Reviews Physics. 1 (1), 41-57 (2019).
  47. Gavara, N. Combined strategies for optimal detection of the contact point in AFM force-indentation curves obtained on thin samples and adherent cells. Scientific Reports. 6, 21267 (2016).
  48. Mow, V. C., Kuei, S. C., Lai, W. M., Armstrong, C. G. Biphasic creep and stress relaxation of articular cartilage in compression? Theory and experiments. Journal of Biomechanical Engineering. 102 (1), 73-84 (1980).
  49. Armstrong, C. G., Lai, W. M., Mow, V. C. An analysis of the unconfined compression of articular cartilage. Journal of Biomechanical Engineering. 106 (2), 165-173 (1984).
  50. Deng, L., et al. Fast and slow dynamics of the cytoskeleton. Nature Materials. 5 (8), 636-640 (2006).
  51. Fischer-Friedrich, E., et al. Rheology of the active cell cortex in mitosis. Biophysical Journal. 111 (3), 589-600 (2016).
  52. Gould, T. E., Jesunathadas, M., Nazarenko, S., Piland, S. G., Subic, A. Chapter 6 – Mouth Protection in Sports. Materials in Sports Equipment (Second Edition). , 199-231 (2019).
  53. Kontomaris, S. V., Malamou, A. Hertz model or Oliver & Pharr analysis? Tutorial regarding AFM nanoindentation experiments on biological samples. Materials Research Express. 7 (3), 033001 (2020).
  54. Guz, N., Dokukin, M., Kalaparthi, V., Sokolov, I. If cell mechanics can be described by elastic modulus: study of different models and probes used in indentation experiments. Biophysical Journal. 107 (3), 564-575 (2014).
  55. Wu, C. -. E., Lin, K. -. H., Juang, J. -. Y. Hertzian load-displacement relation holds for spherical indentation on soft elastic solids undergoing large deformations. Tribology International. 97, 71-76 (2016).
  56. Westbrook, J. H., Conrad, H. . The Science of Hardness Testing and its Research Applications. , (1973).
  57. Pritzker, K. P. H., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: Grading and staging. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  58. Stylianou, A., Kontomaris, S. V., Grant, C., Alexandratou, E. Atomic force microscopy on biological materials related to pathological conditions. Scanning. 2019, 8452851 (2019).
  59. Sokolov, I. Atomic force microscopy in cancer cell research. Cancer Nanotechnology. 1, 1-17 (2007).
  60. Emad, A., et al. Relative microelastic mapping of living cells by atomic force microscopy. Biophysical Journal. 74 (3), 1564-1578 (1998).
  61. Crick, S. L., Yin, F. C. Assessing micromechanical properties of cells with atomic force microscopy: Importance of the contact point. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 6 (3), 199-210 (2007).
  62. Shoelson, B., Dimitriadis, E. K., Cai, H., Kachar, B., Chadwick, R. S. Evidence and implications of inhomogeneity in tectorial membrane elasticity. Biophysical Journal. 87 (4), 2768-2777 (2004).
  63. Lin, D. C., Dimitriadis, E. K., Horkay, F. Robust strategies for automated AFM force curve analysis–I. Non-adhesive indentation of soft, inhomogeneous materials. Journal of Biomechanical Engineering. 129 (3), 430-440 (2007).
  64. Rudoy, D., Yuen, S. G., Howe, R. D., Wolfe, P. J. Bayesian change-point analysis for atomic force microscopy and soft material indentation. Journal of the Royal Statistical Society: Series C (Applied Statistics). 59 (4), 573-593 (2010).
  65. Benítez, R., Moreno-Flores, S., Bolós, V. J., Toca-Herrera, J. L. A new automatic contact point detection algorithm for AFM force curves. Microscopy Research and Technique. 76 (8), 870-876 (2013).
  66. Timashev, P. S., et al. Cleaning of cantilevers for atomic force microscopy in supercritical carbon dioxide. Russian Journal of Physical Chemistry B. 8 (8), 1081-1086 (2014).
check_url/pt/64371?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Daniel, C., Alexander, D., Umrath, F., Danalache, M. Addressing Practical Issues in Atomic Force Microscopy-Based Micro-Indentation on Human Articular Cartilage Explants. J. Vis. Exp. (188), e64371, doi:10.3791/64371 (2022).

View Video