Un modèle murin d’intubation orotrachéale et de chirurgie de reperfusion d’ischémie pulmonaire ventilée
Summary
Un modèle chirurgical murin pour créer une lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire gauche (IR) tout en maintenant la ventilation et en évitant l’hypoxie.
Abstract
Les lésions d’ischémie par reperfusion (IR) résultent souvent de processus qui impliquent une période transitoire d’interruption du flux sanguin. Dans les poumons, l’IR isolée permet l’étude expérimentale de ce processus spécifique avec une ventilation alvéolaire continue, évitant ainsi les processus préjudiciables composés d’hypoxie et d’atélectasie. Dans le contexte clinique, la lésion de reperfusion de l’ischémie pulmonaire (également connue sous le nom d’IRI pulmonaire ou LIRI) est causée par de nombreux processus, y compris, mais sans s’y limiter, l’embolie pulmonaire, le traumatisme hémorragique réanimé et la transplantation pulmonaire. Il existe actuellement peu d’options de traitement efficaces pour le LIRI. Nous présentons ici un modèle chirurgical réversible d’IR pulmonaire impliquant d’abord une intubation orotrachéale suivie d’une ischémie unilatérale du poumon gauche et d’une reperfusion avec ventilation alvéolaire préservée ou échange gazeux. Les souris subissent une thoracotomie gauche, à travers laquelle l’artère pulmonaire gauche est exposée, visualisée, isolée et comprimée à l’aide d’un nœud glissant réversible. L’incision chirurgicale est ensuite fermée pendant la période ischémique, et l’animal est réveillé et extubé. Lorsque la souris respire spontanément, la reperfusion est établie en libérant le nœud glissant autour de l’artère pulmonaire. Ce modèle de survie cliniquement pertinent permet d’évaluer les lésions IR pulmonaires, la phase de résolution, les effets en aval sur la fonction pulmonaire, ainsi que des modèles à deux coups impliquant une pneumonie expérimentale. Bien que techniquement difficile, ce modèle peut être maîtrisé au cours de quelques semaines à quelques mois avec un taux de survie ou de réussite éventuel de 80% à 90%.
Introduction
Les lésions d’ischémie par reperfusion (IR) peuvent survenir lorsque le flux sanguin est rétabli dans un lit d’organe ou de tissu après une certaine période d’interruption. Dans les poumons, la RI peut survenir isolément ou en association avec d’autres processus nuisibles tels qu’une infection, une hypoxie, une atélectasie, un volutraumatisme (dû à des volumes courants élevés pendant la ventilation mécanique), un barotraumatisme (pression maximale élevée ou soutenue pendant la ventilation mécanique) ou une contusion pulmonaire contondante (non pénétrante) 1,2,3 . Il subsiste plusieurs lacunes dans nos connaissances sur les mécanismes de l’IRLI et l’impact des processus concomitants (p. ex. infection) sur les résultats de l’IRLI, et les options de traitement de l’IRLI sont limitées. Un modèle in vivo de LIRI pur est nécessaire pour identifier la physiopathologie des lésions IR pulmonaires de manière isolée et pour étudier sa contribution à tout processus multi-hit dont la lésion pulmonaire est une composante.
Les modèles IR pulmonaires murins peuvent être utilisés pour étudier la physiopathologie spécifique aux poumons de plusieurs processus, y compris la transplantation pulmonaire3, l’embolie pulmonaire4 et les lésions pulmonaires à la suite d’un traumatisme hémorragique avec réanimation5. Les modèles actuellement utilisés comprennent la transplantation pulmonairechirurgicale 6, le clampage hilaire7, la perfusion pulmonaire ex vivo 8 et l’IR9 pulmonaire ventilé. Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour un modèle IR pulmonaire ventilé murin de lésion pulmonaire stérile. Les avantages de cette approche (Figure 2) sont multiples, notamment le fait qu’elle induit une hypoxie minimale et une atélectasie minimale, et qu’il s’agit d’un modèle de chirurgie de survie qui permet des études à long terme.
Les raisons de choisir ce modèle de LIRI par rapport à d’autres modèles tels que le clampage hilarant et les modèles de perfusion ex vivo sont les suivantes: ce modèle minimise les contributions inflammatoires de l’atélectasie, de la ventilation mécanique et de l’hypoxie; il préserve la ventilation cyclique; il maintient un système immunitaire circulatoire in vivo intact qui peut répondre à la lésion IR; Enfin, en tant que procédure de survie, elle permet l’analyse à plus long terme des mécanismes de génération de blessures secondaires (modèles à 2 coups) et de résolution des blessures. Dans l’ensemble, nous pensons que ce modèle d’IR pulmonaire ventilé fournit la forme « la plus pure » de lésion IR qui puisse être étudiée expérimentalement.
D’autres publications ont décrit l’utilisation de l’intubation orotrachéale de souris pour effectuer des injections ou des installations informatiques10,11, mais pas comme point de départ d’une chirurgie de survie comme c’est le cas dans ce modèle. La mise en place d’un tube orotrachéal permet la réalisation d’une chirurgie pulmonaire en permettant l’affaissement du poumon opératoire. Il permet également la réinflation du poumon à la fin de la procédure, ce qui est essentiel pour le pneumothorax et pour la capacité de la souris à revenir à la ventilation spontanée à la fin des procédures. Enfin, le retrait du tube orotrachéal sécurisé est une procédure simple qui, contrairement à une trachéotomie invasive, est compatible avec une chirurgie de survie. Cela permet de mener des études de recherche à plus long terme axées sur la compréhension de la progression et de la résolution de l’IRLI et des troubles associés, ainsi que sur la création de modèles de blessures chroniques.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce manuscrit détaille les étapes impliquées dans la réalisation du modèle IR pulmonaire ventilé développé par Dodd-o et al.9. Ce modèle a permis d’identifier les voies moléculaires impliquées dans la génération et la résolution de l’inflammation à partir de l’IR pulmonaire en isolement 14,15,16,17, de l’IR pulmonaire en combinaison avec une infection coexistante 18 et de l’IR pulmonaire en relation avec l’axe intestin-poumon et la contribution du microbiome intestinal<su…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été financé par le soutien du département d’anesthésie et de soins périopératoires de l’Université de Californie à San Francisco et de l’hôpital général de San Francisco, ainsi que par une bourse NIH R01 (à AP): 1R01HL146753.
Materials
| Equipment | |||
| Fiber Optic Light Pipe | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Fiberoptic light pipe |
| Fiber Optic Light Source | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Light source for fiberoptic lights |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | Bead Sterilizer |
| Heating Pad | AIMS | 14-370-223 | Alternative option |
| Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) | WAHL home products | SKU 09854-600B | To remove mouse hair on surgical site |
| Microscope | Nikon | SMZ-10 | Other newer options available at the company website |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | Mouse ventilator |
| Ultrasonic Cleaner | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Clean tools that been used in operation |
| Warming Pad | Kent Scientific | RT-0501 | To keep mouse warm while recovering from surgery |
| Weighing Scale | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Weighing scale |
| Surgery Tools | |||
| 4-0 Silk Suture | Ethicon | 683G | For closing muscle layer |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon Industry | EP8734H | Using for making a slip knot of left pulmonary artery |
| Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) | Aspen Surgical | 372611 | For entering thoracic cavity (option 1) |
| Bard-Parker (12) Scalpel | Aspen Surgical | 372612 | For entering thoracic cavity (option 2) |
| Extra Fine Graefe Forceps | FST | 11150-10 | Muscle/rib holding forceps |
| Magnetic Fixator Retraction System | FST | 1. Base Plate (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08) |
Small Animal Retraction System |
| Monoject Standard Hypodermic Needle | COVIDIEN | 05-561-20 | For medication delivery IP |
| Narrow Pattern Forceps | FST | 11002-12 | Skin level forceps |
| Needle holder/Needle driver | FST | 12565-14 | for holding needles |
| Needles | BD | 305110 | 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too) |
| PA/Vessel Dilating forceps | FST | 00125-11 | To hold PA; non-damaging gripper |
| Scissors | FST | 14060-09 | Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery |
| Ultra Fine Dumont micro forceps | FST | 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) | For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus |
| Reagents | |||
| 0.25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Topical analgesic used during surgical wound closure |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg. |
| Buprenorphine | Covetrus North America | 59122 | Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg |
| Eye Lubricant | BAUSCH+LOMB | Soothe Lubricant Eye Ointment | Relieves dryness of the eye |
| Povidone-Iodine 10% Solution | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) | Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | for sterilzing area of injection and surgery |
| Plastic film | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective) |
| Rodent Surgical Drapes | Stoelting | 50981 | Sterile field or drape for surgical field |
| Sterile Cotton Tipped Application | Pwi-Wnaps | 703033 | used for applying eye lubricant |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Stopping bleeding from skin/muscle |
Referências
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
